UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN
MANUAL DE PRÁCTICAS PARA LA ASIGNATURA DE CLÍNICA DE ANIMALES DE ZOOLÓGICO. ZOOLÓGICO.
ACTIVIDAD DE APOYO A LA DOCENCIA
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA. PRESENTA: JESÚS TOMÁS ESPINOZA VEGA
ASESOR: M. EN MVZ GERARDO LÓPEZ ISLAS ISLAS COASESOR: MVZ RODOLFO CÓRDOVA PONCE
CUAUTITLÁN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO. 2012
AGRADECIMIENTOS:
Primeramente a Dios por haberme puesto en este camino y ayudarme a llegar al final de esta carrera, gracias a Él, un sueño más hecho realidad. A mi familia por estar siempre conmigo, apoyándome en todo momento, haciendo posible la realización de este trabajo. A mis asesores y sinodales, que sin su colaboración no hubiera sido posible finalizar este manual, brindándome sus conocimientos los cuales me sirvieron a crecer en el campo profesional, así como su amistad. Gracias MVZ Gerardo López Islas, MVZ Rodolfo Córdova Ponce, MVZ Tiziano Santos Morín, QFB Juana Alicia Alquicira, MVZ Ma. Del Consuelo Álvarez y MVZ Hugo Cesar López. Al personal del zoológico de Chapultepec y Biol. Juan Alfonso Delgadillo responsable del herpetario, al personal del zoológico San Juan de Aragón y MVZ Eduardo Cid del Vivario de la FES Iztacalla por abrirme sus puertas, brindarme su apoyo y permitirme la oportunidad de realizar practicas y aprender de ellos.
Descripción del material producido.
El presente material que lleva como título “Manual de Prácticas para la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico” esta compuesto de nueve capítulos y su programación programación esta basada en prácticas de contención contención física y química de mamíferos, aves y reptiles, en donde se describen las diferentes técnicas en relación a la especie. En el primer capítulo titulado “Práctica de captura y contención física de animales, reptiles y aves” , se describen las técnicas de sujeción e
inmovilización de ejemplares, en donde dichas técnicas son solamente físicas, mediante el uso de materiales y equipos especializados para la sujeción. El segundo capítulo titulado “ Práctica Práctica de captura química de mamíferos ungulados” ungulados” , describe las técnicas de contención utilizando diferentes fármacos,
en donde el objetivo es lograr la sedación o analgesia, esto en base al tipo de manejo y objeto de la contención del ejemplar. El tercer capítulo llamado “Práctica “Práctica de captura química de carnívoros” carnívoros ” , hace mención de la importancia
de la seguridad del manejador, el conocimiento previo de cada especie a tratar, así como la seguridad del ejemplar, ya que son especies que implica un mayor riesgo. Se mencionan las técnicas de captura química mediante el uso de dardos, ya que actualmente es un método frecuente y funcional para la captura química de los ejemplares, tanto en vida libre como en cautiverio, así mismo se describen los grupos de fármacos que se pueden utilizar para lograr el objetivo de la captura. El cuarto capítulo denominado “Práctica “Práctica de captura química de así como las primates” primates” , describe los riesgos que implica éste tipo de captura, así técnicas a utilizar asegurando el bienestar del manejador y del ejemplar, también se mencionan los diferentes fármacos fár macos que podemos utilizar para lograr la contención. El quinto capítulo titulado “Práctica de exámen exámen clínico de reptiles”, menciona las técnicas de evaluación comenzando desde el terrario
donde se aloja al reptil hasta el exámen clínico del ejemplar, esto con la finalidad de obtener un diagnóstico preciso, de igual manera se describe la importancia y elaboración de la historia clínica y las diferentes técnicas a utilizar según la especie para la sujeción. El sexto capítulo llamado “Práctica de exámen clínico en aves” aves” , describe las técnicas de exploración para cada grupo
de aves, la importancia de la historia clínica, observación y evaluación del hábitat de las aves, con la finalidad de obtener un diagnóstico y poder corregir
los problemas que causen enfermedad. El séptimo capítulo denominado “Práctica de exámen clínico de mamíferos” , comprende las técnicas a seguir
para lograr una correcta exploración de los ejemplares, desde pequeños a grandes mamíferos, en donde se hace mención de los riesgos que implica dicha práctica, así como la importancia de la historia clínica, evaluación del hábitat, observación y manejo. El octavo capítulo comprende la “Práctica de necropsia y toma de muestras en animales silvestres en condiciones de campo”, menciona la importancia de obtener un diagnóstico así como el
protocolo y anamnesis, de igual manera se describen los medios de fijación y las técnicas de toma y envío de muestras. Por último, el noveno capítulo se describe en forma de anexo, el cual comprende las técnicas de administración de medicamentos, menciona la importancia de una adecuada dosificación según la especie, se describen las vías de administración de fármacos y los factores a considerar antes de la medicación en mamíferos, aves y reptiles. Forma en que deberá ser utilizado en la práctica docente.
El manual de prácticas para la asignatura de Clínica de Animales de Zoológico, tiene como objeto proporcionar al alumno información adicional que sirva como apoyo para el desarrollo de la parte práctica del curso. El presente manual estará disponible en las instalaciones de la Facultad para su fácil obtención. El alumno podrá leer cada capítulo antes de cada clase con el profesor, con el objetivo de adquirir y reforzar sus conocimientos. Así mismo, se tomará en cuenta la información de cada práctica comprendida en éste manual para la evaluación del estudiante inscrito en la Asignatura. Relación con los temas de la Asignatura.
1. Farmacología, Toxicología y Terapéutica Medica Veterinaria El presente manual se relaciona con la Asignatura de Farmacología puesto que en la mayoría de los capítulos se menciona el uso de fármacos, sus combinaciones y administración, principalmente anestésicos y tranquilizantes. También se describen las diferentes formas de dosificación según la especie, desde mamíferos, aves y reptiles, así como las complicaciones a considerar antes y después de una contención química.
2. Patología Sistémica La relación con esta Asignatura esta basada en la práctica de necropsias y obtención de muestras. En la mayoría de los casos en los que se realiza una contención tanto física como química, es de interés clínico tomar algún tipo de muestra del ejemplar para ser analizado en el laboratorio con el fin de obtener un diagnóstico certero. De igual manera es importante seguir un protocolo en el caso de necropsia en las diferentes especies de fauna silvestre descritas en este manual. 3. Fauna Silvestre I Es importante que el alumno obtenga los conocimientos de Fauna Silvestre I, ya que dicha Asignatura comprende diferentes temas que sirven como base para el estudiante. La relación de esta basada en las diferentes especies de fauna silvestre en el ámbito clínico, así como enfermedades de cada ejemplar, su diagnóstico y tratamiento. El manual de prácticas de Clínica de Animales de Zoológico, brinda un conocimiento útil para reforzar y complementar los conocimientos obtenidos en Fauna Silvestre I. Impacto que tendrá en la enseñanza de la Asignatura.
El manual de prácticas para la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico representa el esfuerzo por reunir en un solo volumen información actualizada sobre los temas que comprende para llevar a cabo una adecuada contención y manejo de animales silvestres, así como una correcta evaluación clínica, uso de fármacos y necropsias de ejemplares. Desafortunadamente, existen casos en donde la muerte de un ejemplar silvestre, ya sea mamífero, ave o reptil, se debe a un incorrecto manejo y captura (física y química), así como una técnica inapropiada para poder diagnosticar con certeza una enfermedad de interés que pone en riesgo al ejemplar, de igual manera es de suma importancia conocer las técnicas apropiada de administrar algún fármaco o tratamiento para evitar iatrogenias en este tipo de ejemplares. La importancia de brindar al alumno un material de apoyo para el estudio de dicha
Asignatura
consiste
en
proporcionar
información
actualizada
comprendida en cada capítulo, para que así el estudiante tenga acceso a dicha información y que podrá poner en práctica durante el curso de la Asignatura,
reforzando sus conocimientos en el estudio de las diferentes especies. De igual manera el alumno podrá hacer uso de la información descrita en el manual para que en su futuro pueda acceder a ella cuando se encuentre frente a un caso clínico de un animal silvestre. Crítica del programa de la Asignatura.
Dentro del contenido y desarrollo de cada capítulo mencionado en el programa de la Asignatura, se describe de manera teórica práctica los casos más comunes y frecuentes que suceden en algún centro de investigación, unidad de manejo animal o en un parque zoológico, en donde es importante que el manipulador cuente con la información
requerida antes de realizar algún
manejo, sujeción o captura de un ejemplar. El desarrollo de la información que comprende el programa de dicha Asignatura, brinda el conocimiento requerido para realizar un manejo según la especie a tratar. Aunque cabe mencionar que para lograr con los objetivos requeridos en el programa de la Asignatura, el tiempo en que se estudia cada capítulo no es suficiente para conocer a detalle los aspectos de cada especie, por lo que el alumno interesado en la clínica de fauna silvestre deberá enriquecer sus conocimientos de manera particular, realizando estancias en zoológicos,
así como su asistencia a cursos
relacionados en la Asignatura. Por lo tanto el contenido del programa logra reunir la información básica que todo alumno puede adquirir para su iniciación a la clínica de animales de zoológico y que además, pueda contar con una referencia bibliográfica extra para su estudio.
ÍNDICE GENERAL CAPÍTUO 1. PRÁCTICA DE CAPTURA Y CONTENCIÓN FÍSICA DE ANIMALES, REPTILES Y AVES. ..................................................................................................... 3 1.1 Contención física en animales de zoológico............................................................ 4 1. 2 Tipos de sujeción. .................................................................................................. 4 1. 3 Herramientas para la contención manual. .............................................................. 5 1.4 Medidas de seguridad para la contención física. ..................................................... 8 1.5 Manejo y contención de reptiles. ........................................................................... 11 1.6 Características de los organismos que debemos conocer y saber predecir. ......... 13 1.7 Equipo básico para la manipulación de reptiles .................................................... 14 1.7.1 Botes y cajas de plástico con tapa ............................................................. 14 1.7.2 Cajas de madera. ....................................................................................... 15 1.7.3 Transportadoras o jaulas. ........................................................................... 15 1.7.4 Sacos o costales de tela. ........................................................................... 16 1.7.5 Guantes de piel. ......................................................................................... 16 1.7.6 Redes. ....................................................................................................... 17 1.7.7 Tubos de plástico translúcidos. .................................................................. 17 1.7.8 Tong y ganchos herpetológicos. ................................................................ 18 1.7.9 Cuerdas y laza perros ................................................................................ 18 1.7.10 Otros ......................................................................................................... 18 1.8 Técnicas de contención por grupos específicos de reptiles.................................. 19 1.9 Serpientes (ofidios) .............................................................................................. 19 1.9.1 Contención mediante el gancho herpetológico. ........................................... 19 1.9.2 Doble gancho. ............................................................................................ 20 1.9.3 Contención mediante sacos o costales. ..................................................... 20 1.9.4 Gancho – guante........................................................................................ 21 1.9.5 Sujeción de la cabeza. ............................................................................... 21 1.9.6 Entubado.................................................................................................... 22 1.10 Lagartos (saurios) ............................................................................................... 23 1.10.1 Equipo requerido: ..................................................................................... 23 1.10.2 Técnicas de sujeción: ............................................................................... 23 1.11 Tortugas (quelonios) ......................................................................................... 24 1.11.1 Equipo requerido: ..................................................................................... 24 1.11.2 Técnicas de sujeción: ................................................................................ 24 1.13 Cocodrilos. ......................................................................................................... 25 1.13.1 Equipo requerido: ...................................................................................... 25 1.13.2 Técnica de sujeción:.................................................................................. 25 1.14 Contención física en aves. ................................................................................. 26
1.14.1 Contención y manejo................................................................................... 28 1.14.2 Técnica de sujeción. ................................................................................... 28 1.14.3 Contención física de aves medianas y psitácidos....................................... 29 1.14.4 Contención física de paseriformes. ............................................................ 29 1.14.5 Contención física de aves rapaces. ............................................................ 30 1.14.6 Contención física de gallináceas. ............................................................... 31 1.14.7 Contención de Fenicopteriformes, Gruiformes y Ciconiidae. ...................... 31 1.14.8 Liberación de un ave. ................................................................................. 32
CAPÍTULO 2. PRÁCTICAS DE CAPTURA QUÍMICA DE MAMÍFEROS UNGULADOS…………………………………………………………………………………33 2.1 Principales fármacos utilizados en la inmovilización de animales silvestres. ........ 35 2.1.1 Bloqueadores Neuromusculares (curariformes) ............................................ 35 2.1.2 Tranquilizantes / Sedantes. .......................................................................... 35 2.1.3 Anestésicos Generales. ............................................................................... 36 2.1.4 Anestésicos locales...................................................................................... 37 2.1.5 Anestésicos inhalados.................................................................................. 37 2.1.6 Adyuvantes y drogas de emergencia. .......................................................... 37 2.2 Combinación de fármacos para efecto de potencialización: ................................. 38 2.2.1 Ventajas de combinar fármacos: ................................................................... 38 2.2.2 Desventajas de las combinaciones: .............................................................. 38 2.2.3 Combinaciones de drogas más frecuentemente utilizadas: .......................... 39 2.3 Dosificación. ........................................................................................................ 39 2.4 Determinación del peso. ...................................................................................... 39 2.5 Ruta de inyección. ............................................................................................... 40 2.6 Factores que alternan la respuesta del fármaco................................................... 40 2.7 Captura e inmovilización química......................................................................... 42 2.8 Consideraciones médicas ................................................................................... .45 2.8.1 Precauciones primarias-signos vitales. ........................................................ 45 2.8.2 Precauciones secundarias-confort. .............................................................. 47 2.8.3 Seguridad de los fármacos. ........................................................................... 48 2.8.4 Estrés y miopatía por captura....................................................................... 49
CAPÍTULO 3. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA DE CARNÍVOROS. .................. 51 3.1 Medidas de seguridad. ......................................................................................... 51 3.2 Contención........................................................................................................... 52 3.3 Métodos de contención física. .............................................................................. 53 3.4 Métodos de contención química........................................................................... 54 3.5 Fármacos utilizados para la contención química. ................................................. 54
3.5.1 Hidrocloruro de etorfina. ............................................................................... 54 3.5.2 Carfentanil................................................................................................... 55 3.5.3 Ketamina..................................................................................................... 55 3.5.4 Tiletamina/Zolacepam. ................................................................................ 56 3.5.5 Xilacina. ....................................................................................................... 56 3.5.6 Acepromacina. ............................................................................................ 56 3.5.7 Diacepam. ................................................................................................... 56
3.6 Cálculo de la dosis. .............................................................................................. 57 3.7 Herramientas de contención química. ................................................................. 59 3.7.1 Inyección manual. ........................................................................................ 59 3.7.2 Vara de inyección/telecisto. ......................................................................... 60 3.7.3 Dardos. ........................................................................................................ 60 3.8 Manejo durante la anestesia. ............................................................................... 64 3.9 Controles de seguimiento para una contención química. ..................................... 65 3.9.1 Manejo del animal anestesiado. .................................................................. 65 3.9.2 Monitoreo de constantes fisiológicas. .......................................................... 66 3.10 Toma de muestras biológicas ........................................................................... .67 3.11 Emergencias anestésicas más comunes ......................................................... 69 3.11.1 Arresto o depresión respiratoria. ............................................................... 69 3.11.2 Arresto/paro cardíaco. ............................................................................... 70 3.11.3 Hipertermia. ............................................................................................... 72 3.11.4 Vómito y su aspiración. ............................................................................. 73 3.11.5 Choque. .................................................................................................... 74 3.11.6 Convulsiones.............................................................................................. 74 3.11.7 Heridas....................................................................................................... 75 3.11.8 Deshidratación. ......................................................................................... 76 3.11.9 Miopatía de captura.................................................................................... 77
CAPÍTULO 4. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA EN PRIMATES. ........................ 79 4.1 Definición. ............................................................................................................. 79 4.2 Características generales de los primates............................................................. 80 4.3 Conservación. ....................................................................................................... 80 4.4 Fisiología. ............................................................................................................. 82 4.5 Examen físico. ...................................................................................................... 82 4.6 Contención............................................................................................................ 82 4.7 Manejo físico......................................................................................................... 83 4.8 Constantes fisiológicas. ........................................................................................ 87 4.9 Inyección remota................................................................................................... 87 4.10 Contención química. ........................................................................................... 88
4.10.1 Benzodiacepinas. .................................................................................... 87 4.10.2 Anestesia disociativa. .............................................................................. 90 4.10.3 Ketamina ................................................................................................ .90 4.10.4 Combinación de ketamina/medetomina................................................... 90 4.10.5 Tiletamina/zolacepam. ............................................................................ 90 4.10.6 Alfa 2 agonistas. ...................................................................................... 91 4.10.7 Xilacina ................................................................................................... 91 4.10.8 Medetomidina.......................................................................................... 91 4.10.9 Propofol. .................................................................................................. 93 4.11 Anestesia inhalada. ............................................................................................. 93 4.12 Intubación. .......................................................................................................... 93 4.13 Anestesia Local.................................................................................................. 93 4.14 Anestesia General. ............................................................................................. 94 4.15 Vías de administración. ....................................................................................... 94
CAPÍTULO 5. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN REPTILES. ............................ 96 5.1 Recibimiento del reptil. .......................................................................................... 97 5.2 Historia clínica. ..................................................................................................... 98 5.2.1 Reseña. ……………………………………………………..................................99 5.2.2 Datos sobre la especie. ............................................................................... 100 5.2.3 Anamnesis. ................................................................................................ 101 5.3 Exámen físico. .................................................................................................... 101 5.4 Especies. ............................................................................................................ 102 5.5 Edad…………………………………………………………………………………….. 103 5.6 Peso y tamaño……………………………………………………………………… … 103 5.7 Temperatura cloacal. .......................................................................................... 104 5.8 Técnicas especiales. ........................................................................................... 104 5.8.1 Contención. ................................................................................................. 104 5.8.2 Transiluminación. ......................................................................................... 105 5.8.3 Auscultación................................................................................................ 106 5.8.4 Percusión. .................................................................................................. 106 5.8.5 Palpación. ................................................................................................... 106 5.8.6 Exámen de la cavidad bucal........................................................................ 107 5.8.7 Comprobación del tono muscular. ................................................................ 107 5.8.8 Inspección oftalmológica. ............................................................................. 108 5.9 Técnicas alométricas en la evaluación clínica de reptiles. ................................... 108 5.9.1 Control de la relación peso - tamaño en quelonios. .................................... 108 5.9.2 Cálculo de la temperatura y el pulso de un reptil. ....................................... 109 5.10 Técnicas para la determinación del sexo en reptiles……………………………...110
5.10.1 Ofidios........................................................................................................ 110 5.10.2 Quelonios ................................................................................................... 112 5.10.3 Saurios y crocodílidos……………………………………………………………113 5.11 Exámen clínico de ofidios.................................................................................. 115 5.11.1 Contención física. ....................................................................................... 115 5.11.2 Exámen físico. ........................................................................................... 116 5.12 Exámen clínico de saurios. ........................................................................... 119 5.12.1 Contención física. ....................................................................................... 119 5.12.2 Exámen físico. ........................................................................................... 120 5.13 Exámen clínico de quelonios. ........................................................................ 122 5.13.1 Contención física. ....................................................................................... 123 5.13.2 Exámen físico. ........................................................................................... 124
CAPÍTULO 6. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN AVES. ................................. 128 6.1 Evaluación del ave en el medio ambiente. .......................................................... 129 6.2 Observación. ....................................................................................................... 130 6.3 Anamnesis. ......................................................................................................... 131 6.4 Exploración física. ............................................................................................... 133 6.5 Peso y medidas morfológicas. ............................................................................ 133 6.6 Exploración sistémica. ........................................................................................ 135 6.7 La piel y plumaje. ................................................................................................ 136 6.8 Cabeza y cuello. ................................................................................................. 137 6.9 Pico..................................................................................................................... 137 6.10 Ojos y zona periorbitaria. .................................................................................. 138 6.11 Oído. ................................................................................................................. 139 6.12 Cuello. .............................................................................................................. 139 6.13 Extremidades. ................................................................................................... 140 6.14 Cuerpo. ............................................................................................................. 141
CAPÍTULO 7. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN MAMÍFEROS. ..................... 146 7.1 Evaluación del mamífero en su medio ambiente inmediato. ................................ 147 7.2 Observación. ....................................................................................................... 149 7.3 Evaluación del dolor. ........................................................................................... 150 7.4 Manejo para el exámen físico. ............................................................................ 150 7.5 Manipulación. ...................................................................................................... 151 7.6 Peso y Condición Corporal. ................................................................................ 152 7.7 Temperatura. ...................................................................................................... 153 7.8 Frecuencia cardiaca y respiratoria. ..................................................................... 154
7.9 Cabeza y cuello. ................................................................................................. 154 7.10 Ojos y zona periorbitaria. .................................................................................. 155 7.11 Conducto auditivo. ............................................................................................ 156 7.12 Nariz. ................................................................................................................ 157 7.13 Cavidad oral. ..................................................................................................... 157 7.14 Cuello. .............................................................................................................. 159 7.15 La piel. .............................................................................................................. 159 7.16 Nodos Linfáticos. .............................................................................................. 160 7.17 Zona pectoral. ................................................................................................... 161 7.18 Sistema cardiovascular. .................................................................................... 161 7.19 Sistema respiratorio. ......................................................................................... 161 7.20 Auscultación. .................................................................................................... 162 7.21 Abdomen. ......................................................................................................... 162 7.22 Sistema gastrointestinal. ................................................................................... 163 7.23 Hígado y el bazo. .............................................................................................. 163 7.24 Sistema urogenital. ........................................................................................... 164 7.25 Genitales externos. ........................................................................................... 164 7.26 Sistema músculo esquelético. ........................................................................... 165 7.27 Sistema neurológico. ........................................................................................ 166
CAPÍTULO 8. PRÁCTICA DE NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRA EN ANIMALES SILVESTRES, EN CONDICIONES DE CAMPO. ...................................................... 168 8.1 Razones para realizar una necropsia. ................................................................. 168 8.2 Necropsia como método diagnóstico. ................................................................. 168 8.3 Equipo necesario para la necropsia. ................................................................... 159 8.4 Precauciones. ..................................................................................................... 171 8.4.1 Seguridad del personal: ................................................................................... 171 8.4.2 Enfermededades zoonóticas: ........................................................................... 172 8.5 Lugar de la necropsia. ........................................................................................ 172 8.6 Selección del lugar para hacer necropsias en campo. ........................................ 173 8.7 Preparacion de los envaces con muestras.......................................................... 174 8.8 Historia clínica. ................................................................................................... 174 8.9 Diagnóstico clínico. ............................................................................................. 175 8.10 Cambios postmortem. ....................................................................................... 175 8.11 Selección, toma y envío de material para diagnóstico. ...................................... 175 8.12 Selección de muestras. ..................................................................................... 176 8.13 Consideraciones generales de toma y envío de muestras. ................ ............... 176 8.14 Técnica de necropsia en mamíferos. ................................................................ 178 8.14.1 Inspección externa. ................................................................................. 178 8.14.2 Incisión primaria. ...................................................................................... 179
8.14.3 Incisión secundaria. ................................................................................. 180 8.14.4 Extracción de vísceras. ............................................................................ 180 8.14.5 Inspección de aparatos y sistemas. .......................................................... 181 8.14.6 Aparato respiratorio. ................................................................................. 181 8.14.7 Aparato circulatorio. ................................................................................. 181 8.14.8 Bazo......................................................................................................... 182 8.14.9 Aparato digestivo. .................................................................................... 182 8.14.10 Aparato urinario y glándulas adrenales. ................................................. 182 8.14.11 Aparato genital de la hembra. ................................................................ 183 8.14.12 Aparato genital del macho. ..................................................................... 183 8.14.13 Sistema músculo esquelético. ................................................................ 183 8.14.14 Encéfalo. ................................................................................................ 184 8.14.15 Ojos. ...................................................................................................... 184 8.15 Técnica de necropsia en aves.......................................................................... 185 8.15.1 Inspección externa. ................................................................................... 185 8.15.2 Incisión primaria. ....................................................................................... 185 8.15.3 Incisión secundaria. .................................................................................. 185 8.15.4 Extracción de vísceras abdominales. ........................................................ 186 8.15.5 Inspección del corazón. ............................................................................. 186 8.15.6 Aparato respiratorio. .................................................................................. 187 8.15.7 Aparato digestivo. ..................................................................................... 187 8.15.8 Aparato reproductor. ................................................................................. 188 8.15.9 Aparato urinario......................................................................................... 188 8.15.10 Sistema nervioso. .................................................................................... 188 8.15.11 Sistema músculo-esquelético. ................................................................. 188 8.16 Técnica de necropsia en tortugas. .................................................................... 189 8.16.1 Anatomía de la tortuga. ............................................................................. 190 8.16.2 Incisión primaria. ....................................................................................... 191 8.16.3 Incisión secundaria. .................................................................................. 191 8.16.4 Extracción e inspección de vísceras. ......................................................... 192 8.16.5 Toma de muestras para histología. ........................................................... 193 8.17 Técnica de necropsia en serpientes. ............................................................ 193 8.17.1 Historia clínica. .......................................................................................... 193 8.17.2 Inspección externa. ................................................................................... 193 8.17.3 Incisión primaria. ....................................................................................... 195
CAPÍTULO 9. ANEXO .............................................................................................. 198 9.1 Técnicas de administración de medicamentos. ................................................... 198 9.2 Definiciones que debemos conocer antes de la administración de fármacos. ….199
9.3 Pautas para el buen uso de los Medicamentos. .................................................. 200 9.4 Vías de administración de fármacos en mamíferos silvestres. ............................ 200 9.4.1 Clasificación. ............................................................................................. 201 9.4.2 Parenteral. ................................................................................................. 201 9.4.3 Cutánea. .................................................................................................... 201 9.4.4 Vía oral. ..................................................................................................... 202 9.4.5 Vía intravenosa. ......................................................................................... 202 9.4.6 Vía intramuscular. ...................................................................................... 202 9.4.7 Vía subcutánea. .......................................................................................... 203 9.4.8 Vía intraperitoneal. ...................................................................................... 203 9.5 Vías de administración de fármacos en reptiles. ................................................. 203 9.5.1Víaoral…………………………………………………………………………………..204 9.5.2 Vía parenteral…………………………………………………………………………204 9.5.3 Vía intramuscular……………………………………………………………………..205 9.5.4 Vía subcutánea……………………………………………………………………….205 9.5.5 Vía intracelómica……………………………………………………………………..205 9.5.6 Vía epicelómica ............................................................................................... 205 9.6 Vías de administración en aves. ......................................................................... 206 9.6.1 Medicación en el agua de bebida. ............................................................... 206 9.6.2 Alimento medicado. ..................................................................................... 207 9.6.3 Medicación vía oral. .................................................................................... 208 9.6.4 Técnica de sondaje esofágico ..................................................................... 209 9.6.5 Inyección subcutánea.................................................................................. 209 9.6.6 Inyección intramuscular................................................................................ 210 9.6.7 Inyección intravenosa. ................................................................................. 211 9.6.8 Inyección intraósea. ..................................................................................... 212 9.6.9 Inyección intraperitoneal/intracelómica......................................................... 213 9.6.10 Inyección intranasal. .................................................................................. 213 9.6.11 Inyección intrasinusal. ................................................................................ 213 9.6.12 Medicación vía inhalatoria. ......................................................................... 213 9.6.13 Medicación vía intratraqueal....................................................................... 214 9.6.14 Medicación tópica/oftálmica. ...................................................................... 214 Conclusión …………………………………………………………………………………. 216 Bibliografía…………………………………………………………………………………...217
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Guantes para sujeción física. ........................................................................ 6 Figura 2. Red para contención física. ............................................................................ 7 Figura 3. Domador para manejo físico. ......................................................................... 7 Figura 4. Jaula de contención para manejo. ................................................................. 8 Figura 5. Jaula de contención para manejo. ................................................................. 8 Figura 6. Bote de plástico para manejo de reptiles. .................................................... 15 Figura 7. Caja de plástico translúcida para reptiles. .................................................... 15 Figura 8. Transportadora tipo Kennel.......................................................................... 16 Figura 9. Costal de tela para transportar serpientes. .................................................. 16 Figura 10. Guates de piel para sujeción de reptiles. ................................................... 17 Figura 11. Tubos translucidos para contención de serpientes. .................................... 17 Figura 12. Tong para contención de serpientes. ......................................................... 18 Figura 13. Gancho herpetológico. .............................................................................. 18 Figura 14. Manejo de serpiente con gancho herpetológico. ........................................ 20 Figura 15. Manejo de serpiente con doble gancho ...................................................... 20 Figura 16. Manejo de serpientes mediante el uso de un costal. .................................. 21 Figura 17. Sujeción de la cabeza de una serpiente. .................................................... 22 Figura 18. Contención de serpiente en tubo ............................................................... 23 Figura 19. Sujeción de saurio con ambas manos ........................................................ 24 Figura 20. Sujeción de una tortuga ............................................................................. 25 Figura 21. Contención de un cocodrilo de talla mediana ............................................. 26 Figura 22. Sujeción correcta de un psitácido. ............................................................. 29 Figura 23. Sujeción correcta de un paseriforme. ......................................................... 30 Figura 24. Contención de un ave de presa. ................................................................ 31 Figura 25. Ungulados.................................................................................................. 33 Figura 26. Carga del agente anestésico en el dardo. .................................................. 43 Figura 27. Llenado de aire en la cámara posterior del dardo. ..................................... 43 Figura 28. Introducción del dardo en cerbatana. ......................................................... 44 Figura 29. Introducción del dardo en rifle anestésico. ................................................. 44 Figura 30. Monitorización de constantes fisiológicas de un macho montés. ................ 45 Figura 31. Vendaje para protección de ojos de un macho montés .............................. 48 Figura 32. Dardos para contención química. ............................................................... 54 Figura 33. Dardos para cerbatana. ............................................................................. 60 Figura 34 Aguja para dardo. ....................................................................................... 60 Figura 35.Pistola para dardos. .................................................................................... 61 Figura 36. Rifle para dardos....................................................................................... 62 Figura 37. Felino anestesiado mediante el uso de dardos. ......................................... 63
Figura 38. Colocación de un paño para cubrir los ojos de un felino .............. .............. 64 Figura 39. Toma de constantes fisiológicas. ............................................................... 66 Figura 40. Grupo de primates en cautiverio. ............................................................... 80 Figura 41. Primate en albergue. .................................................................................. 82 Figura 42. Método indirecto de captura física. ............................................................ 84 Figura 43. Sujeción de primates de talla chica usando red de aro. ............................. 85 Figura 44. Sujeción física de primates pequeños. ....................................................... 86 Figura 45. Sujeción de extremidades anteriores de un primate ................................... 87 Figura 46. Posición de un primate bajo anestesia. ...................................................... 89 Figura 47. Técnica de sexado mediante uso de catéter en ofidios. ........................... 111 Figura 48. Sondas para sexar ofidios. ....................................................................... 111 Figura 49. Engrosamiento de la base de la cola en saurios machos. .. …………
114
Figura 50. Poros femorales de una iguana ............................................................... 114 Figura 51. Anatomía de un ofidio. ............................................................................. 117 Figura 52. Evaluación de la cavidad oral................................................................... 119 Figura 53. Tegumento sin anormalidades de un saurio............................................. 121 Figura 54. Cavidad oral de un saurio. ....................................................................... 122 Figura 55. Anatomía interna de una tortuga. ............................................................. 123 Figura 56. Cavidad oral de una tortuga ..................................................................... 124 Figura 57. Edema de parpados en tortugas. ............................................................. 125 Figura 58. Absceso subcutáneo en tortugas. ............................................................ 126 Figura. 59 Prolapso del aparato reproductor en una tortuga hembra. .......... ............. 127 Figura 60. Observación de un ave para exploración. ................................................ 131 Figura 61. Sujeción de un loro con ayuda de una toalla ............................................ 133 Figura 62. Obtención del peso de un ave mediante la bascula. ................................ 134 Figura 63. Sujeción con guantes de un ave de presa................................................ 134 Figura 64. Infestación de piojos en aves. .................................................................. 136 Figura 65. diferentes picos de las aves. .................................................................... 137 Figura 66. Exploración de la cavidad oral de un ave. ................................................ 138 Figura 67. Irritación de membranas conjuntivas en aves. ......................................... 138 Figura 68. Anatomia interna del oido de un ave. ....................................................... 139 Figura 69 Esofago y buche de un ave. ...................................................................... 140 Figura 70. Exploración de las alas de un ave. ........................................................... 141 Figura 71. Lesión de una extremidad en un ave. ...................................................... 141 Figura 72. Sujeción física de un ave rapaz para exploración. ..................................... 143 Figura 73. Observación de un felino para evaluación................................................ 148 Figura 74. Exploración de un venado con los ojos cubiertos ..................................... 151 Figura 75. Evaluación de la condición corporal en un lobo ártico. ............................. 152 Figura 76. Ulcera corneal superficial en un mamífero. .............................................. 155
Figura 77.Carcinoma afectando la nariz de un felino. ............................................... 157 Figura 78. Exploración de la dentición de un grande felino.. ..................................... 157 Figura 79. Sarna en un erizo..................................................................................... 159 Figura 80. Palpación del abdomen de un grande felino. ........................................... 162 Figura 81. Exposición de viseras abdominales. ........................................................ 180 Figura 82. Extracción del bazo para revisión. ........................................................... 182 Figura 83. Insicion secundaria, superficie ventral expuesta. ..................................... 186 Figura 84. Extracción de vísceras de un ave. ........................................................... 186 Figura 85: Sistema musculo esqueletico de un ave. ................................................. 189 Figura 86. Anatomia de una tortuga .......................................................................... 190 Figura 87. Incision primaria de una tortuga. .............................................................. 191 Figura 88. Incision secundaria de una tortuga........................................................... 191 Figura 89. Revisión de la cavidad oral de una serpiente. .......................................... 195 Figura 90. Revisión de la cavidad celómica. ............................................................. 195 Figura 91. Incisión del estomago. ............................................................................. 196
ÍNDICE DE CUADROS Cuadro 1.Combinaciones anestésicas empleadas con más frecuencia en las diferentes especies de ungulados: .............................................................................................. 45 Cuadro 2. Fármacos utilizados para inmovilización:.................................................... 57 Cuadro 3. Dosis recomendadas de fármacos para lograr la inmovilización química de algunos pequeños mamíferos: ................................................................................... 59 Cuadro 4. Toma de muestras para laboratorio: ........................................................... 68 Cuadro 5. Fármacos más comunes que se utilizan preventivamente para resolver emergencias durante inmovilizaciones:....................................................................... 78 Cuadro 6. Dosis recomendadas para primates: .......................................................... 91 Cuadro 7. Características para sexar tortugas: ......................................................... 112 Cuadro 8. Anticoagulantes utilizados frecuentemente para hacer estudios de sangre …. ………………………………………………………………………………………... 177 Cuadro 9. Vía de toma de muestra sanguínea en tortugas, serpientes y lacértidos: . 197
INTRODUCCIÓN El Médico Veterinario Zootecnista debe preocuparse por la correcta aplicación de métodos y técnicas para lograr una contención o captura tanto física como química, así como la exploración clínica de ejemplares de fauna silvestre para obtener un diagnóstico. Las características deseables que se atribuyen en la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico, identifican necesariamente como eje principal, el estudio tanto etológico como clínico de ejemplares silvestres en diversas condiciones, los cuales pueden estar en vida libre, en cautiverio y parques zoológicos, así como reforzar el conocimiento y manejo de la metodología práctica que se pueden emplear en diferentes especies de fauna silvestre. El manual de prácticas para la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico ha sido elaborado para ofrecer a los estudiantes de Medicina Veterinaria y Zootecnia dentro de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán un material de apoyo para el desarrollo de las prácticas de dicha asignatura, así como en alguna situación que requieran información sobre algunos ejemplares de vida silvestre teniendo como guía la información comprendida en este manual. En donde se reúne las técnicas para la evaluación, exploración de mamíferos, aves y reptiles, técnicas de contención física para la correcta valoración del ejemplar y contención química de estos ejemplares, según sea el objetivo de la captura, de igual manera se describen las vías de administración de medicamentos que podemos emplear para animales silvestres así como las técnicas de necropsia, toma y envío de muestras a laboratorio. Cabe señalar la importancia sobre el conocimiento etológico de las especies descritas en este manual, en donde actualmente forma parte del manejo conductual, aplicando un entrenamiento previo en especies que se encuentran en cautiverio, evitando el estrés y el desarrollo de eventos que se tornen perjudiciales en la vida de estos ejemplares. La elaboración de este manual, así como la información comprendida en cada capítulo, tiene por objeto contribuir al mejoramiento del proceso de enseñanza teórico-práctico de la asignatura de Clínica de Animales de Zoológico. 1
OBJETIVOS Objetivo general: El alumno contará con un material de apoyo para profundizar el conocimiento durante el estudio de la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico.
Objetivos particulares: 1. Reforzará los conocimientos adquiridos durante el curso teórico práctico de la Asignatura. 2. Conocerá los métodos de sujeción para reptiles, aves y mamíferos silvestres. 3. Conocerá las técnicas de exploración física de reptiles, aves y mamíferos silvestres con la finalidad de llegar a un diagnóstico.
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CAPÍTULO 1. PRÁCTICA DE CAPTURA Y CONTENCIÓN FÍSICA DE ANIMALES, REPTILES Y AVES. La contención de los animales salvajes puede resultar necesaria debido a una variedad de razones. La contención es necesaria en procesos tales como el transporte, la colocación de marcas de identificación (aretes o bandas) o para el exámen médico y el tratamiento de algunas enfermedades
18
La contención causa mucha tensión (estrés) y de no realizarse adecuadamente puede resultar peligrosa tanto para el animal como para el operario. El éxito depende de una planificación cuidadosa y de una preparación adecuada antes de cada sesión de contención. Es indispensable el conocer la conducta normal del animal, así como el tener un conocimiento práctico de las herramientas ha utilizar.17, 28. El manejo de las especies de animales, ya sea en cautiverio o en libertad, esencialmente requiere de lo siguiente: Que ofrezca la seguridad necesaria para el personal que interviene en el manejo y contención. Que sea inofensivo para el animal. Que sea posible completar el procedimiento mediante el método propuesto. Que sea posible observar al animal hasta que éste se haya recuperado por completo.28 El manejo adecuado e inofensivo, no nada más ofrece condiciones de seguridad y supervivencia para los animales, sino que además, permite que éstos conserven indemnes todas las características que lo catalogan como ejemplares representativos de su especie y sin defectos físicos. Existen ejemplares que por causa del mal manejo, han perdido características físicas, perdiendo gran parte de su valor. El Médico Veterinario debe disponer de todos los medios, tanto físicos como químicos, para conseguir que su labor sea eficiente y reúna las exigencias de seguridad, tanto para el animal como para el personal que va ha realizar la contención.52, 58.
3
1.1 Contención física en animales de zoológico. El conocimiento del comportamiento de un animal es muy importante. Un animal joven puede tolerar manejos que un animal más maduro no sería capaz de permitir.28. Una hembra con cría se comporta distinto que en otras situaciones. Los machos usualmente se vuelven más agresivos cuando las hembras se encuentran en celo. Los cérvidos machos se vuelven muy agresivos durante la época de celo de las hembras. Aunque los cuidadores puedan entrar al recinto el resto del año, ello puede resultar peligroso durante la época de celo. 28. La mayoría de animales son territoriales y establecen órdenes jerárquicos. Una persona tratando de capturar a un animal en un recinto puede ser atacado por otros miembros del grupo. Los machos dominantes son los que más frecuentemente cuidan de los grupos. Con frecuencia resulta más fácil y seguro el separar a un animal de su grupo y de su recinto habitual. 17, 28. En fauna silvestre, el manejo o sujeción se puede estudiar desde un punto de vista esquemático, basándose en el nivel de profundidad o a la intensidad de esa sujeción que se desea lograr.
18.
1. 2 Tipos de sujeción.
Sujeción conductual: es el primer manejo que debe aplicarse. Esta basado en el conocimiento de la conducta de la especie, del individuo que se trate y aprovecha las características de comportamiento. En ocasiones es realizado sin necesidad de sujetar físicamente al animal o bien, se realiza un previo entrenamiento para realizar el procedimiento que nos interesa. 17
Contención física: este nivel aprovecha al manejo conductual y profundiza la sujeción mediante instrumentos y fuerzas físicas para inmovilizar y someter al animal; por ejemplo a través del uso de cuerdas, redes, jaulas de compresión, costales y sujeción manual. La combinación de estos tipos de sujeción hacen más eficientes el manejo. Con la sujeción física el animal esta a nuestra disposición pero aun así sufre estrés y dolor, debido
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a que físicamente este imposibilitado para huir, no se deben aplicar en procedimientos prolongados. 83.
Contención Química: este tipo de manejo implica el uso de anestésicos y tranquilizantes, su estudio se describe en el siguiente capítulo.
Los métodos, equipos y sistemas que se adopten, deberán seleccionarse y adaptarse siempre a las características de la especie animal por contener, ya sea que se trate de mamíferos, aves, reptiles o anfibios .18 Existe una amplia variedad de técnicas de captura (tanto físicas como químicas) para animales silvestres, pero es importante destacar que el punto que debe priorizar en la selección del método es, provocar la mínima alteración posible del individuo en cuestión, es decir que una de las pautas que debe respetarse es tratar de estresar lo menos posible al animal y evitar bajo todo aspecto lesionarlo durante la maniobra. 18 El estado de salud del ejemplar es una consideración importante antes de la contención. Los animales recientemente transportados resultan malos candidatos para cualquier procedimiento y debe permitírseles un
período de aclimatación antes de
contenerse.17, 52 Incluso los animales sanos pueden morir durante la captura. Los animales con heridas o enfermedades obvias corren un riesgo todavía mayor. La decisión de capturar a un animal para examinarlo puede resultar difícil. La experiencia clínica frecuentemente resulta la mejor guía. 28
1. 3 Herramientas para la contención manual. Las técnicas manuales pueden utilizarse como técnica única o en combinación para facilitar la administración de un fármaco. Las herramientas para la contención física son: bozales, guantes, redes, domadores y jaulas de contención.18
5
Guantes. Las manos son utilizadas en toda técnica manipulativa y resulta conveniente protegerlas. Existe una gran variedad de guantes. Idealmente, estos deben de ser plegables, pero lo suficientemente gruesos para proteger. Entre más larga sea la manga mayor protección. 52Los guantes excesivamente gruesos hacen que sea difícil determinar la presión que se está aplicando y es posible apretar a un animal hasta el punto de sofocarlo.
Los guantes también pueden resultar una protección insuficiente ante la presión de una mordedura fuerte. 18 (Figura 1)
Figura 1. Guantes para sujeción física. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Redes. Existe una gran variedad de presentaciones y tamaños de redes. El tipo de red, el tamaño de la malla y la fuerza de tensión de la cuerda deben de ser apropiados para la especie sometida al manejo. Simplemente colocando una red sobre el animal pueden llevarse a cabo muchos procedimientos simples tales como el inyectar, obtener una muestra de laboratorio o el exámen clínico. 17, 18 (Figura 2)
6
Figura 2. Red para contención física. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Es importante conocer las características de los materiales con los cuales se va ha construir una red, por ejemplo, el nylon, el algodón y el yute, cada uno posee cierta capacidad de carga y desgaste. Los carnívoros y los primates son capaces de morder el material y escapar. 17 La red debe inspeccionarse antes de cada contención para evitar accidentes que puedan permitir al animal escapar o lastimar al manejador. 17
Domadores. Los domadores o también llamados vara de control son considerados extensiones de los brazos, estos son utilizados para capturar y contener reptiles, mamíferos pequeños y mamíferos de talla mediana. 17 El lazo se coloca por encima del cuello del animal y se aprieta lo suficiente para contenerlo, estirando de la punta opuesta del cable. Los domadores fabricados comercialmente tienen un seguro que mantiene el cable asegurado automáticamente en la misma posición hasta que es liberado por el manejador. Los domadores de fabricación casera son eficientes y fáciles de hacer.18 (Figura 3)
Figura 3. Domador para manejo físico. (Foto tomada por el autor, 2010) 7
Tabla de barrera. Este tipo de tablas se fabrican en madera de triplay y tienen manijas o agarraderas en la parte posterior. Actúan a modo de barrera para proteger al manejador y resultan particularmente útiles al formar una manga de manejo o para arrinconar a un animal a un área en la que resulte más manejable.
52, 83
Jaula de contención. Son herramientas sumamente valiosas en el manejo de animales salvajes. Es importante reconocer que no hay una sola jaula que pueda adaptarse a un uso universal. 28 (Figura 4 y 5)
Figura 4. Jaula de contención para manejo. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Figura 5. Jaula de contención para manejo. (Foto: tomada por el autor, 2010)
1.4 Medidas de seguridad para la contención física. -
Evitar cercos con esquinas angulares, prefiriendo las circulares, no hay que olvidar que cuando los animales corren, buscan una salida o escape, corren siguiendo el muro limitante. 17
-
Evitar las causas de excitación de los animales como pueden ser los movimientos
bruscos,
los
ruidos
inesperados
y
aun
personas
desconocidas.18 -
Actuar con seguridad en el trabajo que se va a efectuar, haciéndolo con rapidez pero con el tacto y delicadeza necesarios. 17
Para el caso del personal que maneja a los animales, las medidas de seguridad deberán ser muy estrictas, puesto que tienen un contacto más estrecho con los animales. El diseño de las puertas que separan al animal del trabajador tiene un papel muy importante. 8
Las puertas no deben permitir que el animal saque las extremidades o la cabeza y así evitar que dañe el trabajador. Aún cuando estas puertas deben correr fácilmente, al quedar cerradas no debe poder abrirlas ni el más fuerte o hábil de los animales. 52, 83 Para mayor seguridad deben contar con cerraduras bien construidas, firmes y con candados, no confiarse en una simple varilla o alambre por segura o fuerte que parezca. 18 Una vez cerrada, no deben tener movimientos en falso, ni balanceo, ya que esto deteriora la puerta y sería factible que se rompa o permita crear “rendijas”
por donde podrían caber las extremidades. 18 Todas las puertas en el albergue deben de ser de guillotina, la cual se accionará por medio de un cable y polea en la parte superior de la guillotina y de una manera que el animal no pueda colgarse del cable y accionar la subida de la misma. El material de dicha guillotina será de placa de acero de 6 mm de grosor. 17,18 El buen estado de las jaulas de contención es un factor muy importante. Hay que considerar que se puede poseer un animal que al sentirse “estrechado” por
el manejo y el cautiverio puede causar graves daños a las instalaciones. 52 A pesar de trabajar con animales que han sido mantenidos en cautiverio, se debe recordar que son animales silvestres que nunca perderán su instinto natural, por lo que es importante considerar lo siguiente:
Un animal puede presentar confianza para una persona, pero eso no significa que cualquier persona pueda acercarse igual, ya que la relación hombre animal es individualmente particular.17,18
Demostrar firmeza y seguridad en el manejo.17
No permitir que gente sin experiencia realice cualquier actividad o manipule al ejemplar.17
Evitar el uso de la fuerza física con los animales, tener paciencia y procurar hacer uso de métodos indirectos como: cajas, trampas, domadores y redes. Recordar que el método más seguro para el manejador significará menos estrés para el animal. 17, 52
9
Antes de comenzar con la sujeción de un ejemplar, el manejador debe asumir la responsabilidad sobre la vida y bienestar del animal. Durante la práctica diaria en el zoológico, el Médico Veterinario se enfrenta a gran variedad de especies y métodos de manejo, lo cual lo obliga a ejecutar una técnica especial para cada animal respecto al objetivo de la contención y de la conducta, fisiología y patología del animal. 17, 18 La termorregulación puede ser un factor crítico en algunos casos de contención. El animal puede sobrecalentarse o sufrir hipotermia. Si la temperatura ambiental es elevada y la humedad relativa alta, se debe planear la contención para la hora de temperatura más baja del día. Se debe colocar al animal contenido en la sombra. Posiblemente resulte necesario utilizar ventiladores o aplicaciones de agua fría al animal. Si la hipotermia es problema, se debe planear el procedimiento para la hora de temperatura más elevada. En general, se debe evitar llevar a cabo procedimientos innecesarios o de rutina durante los extremos de temperatura o humedad ambientales. 17, 28, 52 El manejo de los animales produce aparentemente un ligero estrés y cuando este se acompaña de convulsiones, sobreviene la muerte. La poca actividad impuesta por el cautiverio hace disminuir las reservas de glucógeno en algunos organismos. Esto aumenta la producción de catecolaminas, epinefrina y norepinefrina, aumentando también la temperatura con pérdida rápida de la glucosa que resulta en hipoglucemia con convulsiones y muerte.
52,28
El manejo violento de los animales produce hipertensión, y altos niveles de epinefrina y norepinefrina, después de una excitación acompañada de movimientos defensivos, el animal se detiene y aparenta haber recuperado la tranquilidad para enseguida caer muerto. Por lo tanto para prevenir la muerte súbita durante el manejo de animales de zoológico, debemos evitar la excitación de los mismos y preferir la aplicación de sedantes en caso que sea necesario. 18, 52
10
1.5 Manejo y contención de reptiles. Se puede definir como manejo al conjunto de formas y técnicas por medio de las cuales tenemos contacto directo con los animales con la finalidad de modificar su postura, desplazamiento, ubicación y conducta. 17, 18 La contención física en reptiles es el nivel que implica más riesgo ya que requiere de un contacto entre el ejemplar y el manejador, aunque podemos apoyarnos de equipo especializado para manejo como son: ganchos herpetológicos, guantes de piel, tongs y costales. 58 Cualquier tipo de manejo afecta física y emotivamente a los animales, por lo que se considera un manejo adecuado a aquel que permite la obtención del ejemplar, no pone en peligro la seguridad de quien lo realiza y el ejemplar se mantiene lo mas tranquilo posible; es decir, un manejo suave, seguro y eficiente con la finalidad de lograr un adecuado manejo de contención según la especie. 58
Manejo de contención: es aquel que permite limitar el apoyo, desplazamiento o movilidad de los ejemplares. 17 Existen tres diferentes grados de manejo: 1. Sostener: Es un manejo que proporciona apoyo al organismo sin limitar su movilidad o desplazamiento. Es el manejo más conveniente y el más utilizado cuando no es necesario inmovilizar alguna parte del ejemplar, ya que le proporciona puntos de apoyo móviles sobre los cuales se puede desplazar; por lo general para reptiles inofensivos este manejo se realiza sosteniendo al ejemplar sobre las manos, ejerciendo una mínima presión con los dedos. Para reptiles venenosos nos auxiliamos con uno o dos ganchos herpetológicos.
22, 58
Para que un reptil se sienta tranquilo al ser sostenido, es necesario proporcionarle el mayor número de puntos de apoyo posible y con la mayor superficie de contacto, de tal forma que le proporcione seguridad y comodidad. Mientras mas tranquilo esté el animal, más podemos prolongar su manejo en caso de ser necesario. Se debe tomar en cuenta que al levantar a los animales del suelo, ellos muestran inseguridad y mantienen contraídos muchos músculos de su cuerpo, por lo que es un evento agotador para los reptiles. 22, 25 11
En el caso de los reptiles, como son individuos con corazón tricavitario (excepto crocodilidos), esto tiene severas implicaciones en cualquier tipo de manejo, ya que los reptiles se agotan rápidamente. Además, la temperatura corporal del animal tiende a igualarse con la del material que lo sostiene, por lo que no es recomendable prolongar excesivamente el manejo. 25, 58 2. Sujetar: Se considera como un mecanismo de contención que le permite cierta movilidad al animal, pero limita su desplazamiento en un punto fijo o de apoyo. Se utiliza principalmente cuando es necesario contener ejemplares potencialmente peligrosos, o bien, inofensivos a los que es necesario realizarles algún tipo de manejo o tratamiento que puede alterarlos y tornarlos agresivos. Este tipo de manejo es mas invasivo que el anterior, altera más al ejemplar y es potencialmente más peligroso para el organismo si no se hace con el debido cuidado; ya que es fácil provocar desgarres musculares, luxaciones e incluso fracturas al sujetar excesivamente al miembro o articulaciones del reptil en cuestión. 22, 58 Recurrimos a este tipo de manejo al realizar labores como alimentación forzada, problemas de disecdisis, aplicación de medicamentos, sondas, pomadas, inyecciones, trabajos bucales, extracción de veneno y sexado. 58 3. Inmovilizar: Es un mecanismo que limita la movilidad y el desplazamiento de un individuo. En la inmovilización se sujeta al ejemplar mediante diferentes elementos como cuerdas, tubos, cajas de contención, vendajes, entre otros mas, se le mantiene al ejemplar inmóvil y fijo. Este tipo de inmovilización se utiliza para realizar labores como revisión de ejemplares, traslado, obtención de muestras para diagnóstico, radiografías, etc. El manejo de reptiles venenosos, en particular debe ser lo mas suave posible para mantener tranquilo al ejemplar, pero además, para garantizar la seguridad de quien lo realiza. 52
12
1.6 Características de los organismos que debemos conocer y saber predecir.
Hábitos, tipo de locomoción locomoción y sujeción: sujeción: es necesario conocer conocer la biología de de la especie a manipular, por ejemplo en ofidios existen tres diferentes tipos de movimiento al desplazarse, lo cual implica un manejo diferente entre una especie y otra. 22, 58
Velocidad de desplazamiento: en ocasiones el sustrato influye en el desplazamiento de los reptiles ya que necesitan de puntos de apoyo, por lo que si el lugar es muy liso se les dificulta el movimiento, pero si el sustrato en intricado, favorecerá los movimientos rápidos y por lo tanto un ataque inesperado.58
Fuerza: debemos tomar en cuenta la fuerza del ejemplar a manejar, evidentemente no es lo mismo manejar un pitón reticulado de mas de tres metros de longitud que manejar una culebra ratonera adulta, por lo que debemos considerar la fuerza del animal y del mismo modo nuestra fuerza para no excedernos, ya que podemos causar lesiones al ejemplar. 58
Movimientos espontáneos: espontáneos: algunos reptiles son capaces capaces de sostener casi la mitad de su cuerpo suspendida en el aire, mientras la otra mitad permanece recargada en el suelo, por lo que tienen un gran alcance al tirar su mordida, otros son capaces de tirar la mordida hacia arriba con la trayectoria hacia atrás.22, 58
Posturas: normal de reposo, de alerta, en defensa, de ataque, ataque, de captura captura de alimento, de sumisión o timidez. 18, 58
Armas que poseen: poseen: debemos saber saber si el reptil a manejar es venenoso como como por ejemplo, víboras de cascabel, cobras, nauyacas, identificar si es especie constrictora como anacondas y boas, por su fuerza y tamaño son
13
capaces de asfixiar a un ser humano o si el reptil se defiende con las garras y la cola como las iguanas y varanos. 18, 58
Áreas de riesgo y áreas seguras: en todo lugar en donde donde se manejen animales debemos establecer las áreas de seguridad para que en caso que un animal escape o nos ataque podamos recurrir a dichas áreas para resguardarnos del peligro que el ejemplar implique, y una vez seguros, planear la estrategia para dominar al animal y resguardarlo. 22, 58
Conductas persuasivas persuasivas e intimidatorias: como el sonido del cascabel, cascabel, falso alejamiento, fuerte siseo, despliegue de capucha, apertura de la boca emitiendo sonidos de amenaza. 18,
Manipular cualquier reptil debe realizarse por alguien que se sienta totalmente seguro de hacerlo y siempre teniendo en mente que la principal preocupación en ese momento es la seguridad e integridad de la persona involucrada y después la del animal sujeto al manejo. Siempre que trabajemos con animales es importante recordar que estos son capaces de causar daño, ya sea una serpiente o una tortuga y en particular si se tratan de animales venenosos, los cuales es preferible dejar en manos de gente experimentada. 18, 22, 58 En lo posible, se se recomienda que que el manejo manejo sea realizado realizado entre mínimo dos personas que se cuente con ayuda y apoyo en todo momento, para así evitar accidentes o eventualidades difíciles de abordar por un solo individuo. 58 Con los anteriores conocimientos en mente, y conocedores también de nuestras propias capacidades y limitaciones, nos será fácil elegir un método de manejo suave y seguro. 18
1.7 Equipo básico para la manipulación de reptiles 1.7.1 Botes y cajas de plástico con tapa Los contenedores sirven como un sitio para resguardar a los ejemplares, protegiéndolos del exterior y a la vez evitando el contacto del personal con los mismos, actuando como una barrera física entre ambos. Se recomienda que 14
estos sean del tamaño apropiado para el ejemplar que se requieran contener, que cuente con una amplitud suficiente para que el animal pueda estar cómodo y en caso de utilizarse para observar al ejemplar, con una altura suficiente para evitar que se pueda salir fácilmente, se recomienda que los contenedores sean translúcidos con el fin de poder ubicar al reptil y tener control visual del mismo. No deben ser herméticos y deben tener perforaciones que permitan la respiración y ventilación de los animales en su interior. 18, 22, 5 (Figura 6 y 7)
Figura 6. Bote de plástico para manejo de reptiles. (Foto: tomada por el autor, 2008)
Figura 7. Caja de plástico translúcida para reptiles. (Foto: tomada por el autor, 2008)
1.7.2 Cajas de madera. Tradicionalmente se han empleado para la movilización y traslado de especies animales de todo tipo y tamaño, pero presentan el inconveniente de no poder ser lavadas y desinfectadas para su reutilización, con lo que de manera estricta solo deberían ser usadas una sola vez y destruirlas, ya que pueden servir como reservorio de agentes infecciosos. 18, 58 1.7.3 Transportadoras o jaulas. Estas han venido a suplir hasta cierto punto las cajas de madera, al estar hechas de material que puede ser lavable, pudiéndose utilizar más de una vez, los que las hace más prácticas, además de ser fáciles de conseguir en distintos tamaños. 18 (Figura 8)
15
Figura 8. Transportadora tipo Kennel (Foto: tomada por el autor, 2010)
1.7.4 Sacos o costales de tela. Los sacos o costales de tela son contenedores ideales para la gran mayoría de especies de reptiles, dado que les permiten respirar perfectamente, son seguros en base a su fabricación y tipo de material así como la manera de cerrar (nudo directo, con cuerda o cinchos). 58 (Figura 9) Es importante que siempre vayan dentro de un contenedor para proteger su contenido y evitar accidentes por mordeduras a través de la tela.
58
Figura 9. Costal de tela para transportar serpientes. (Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.7.5 Guantes de piel. Existe una amplia variedad de guantes de piel que pueden ser utilizados para manipular reptiles y que tienen como objetivo evitar que nos lesionen con garras o dientes, esto solo aplica para animales de talla mediana a pequeña. 18, 58
(Figura 10)
16
Figura 10. Guates de piel para sujeción de reptiles. (Foto: tomada por el autor, 2010)
1.7.6 Redes. El tamaño y material de las redes que se utilicen debe ser proporcional al individuo que pretendemos sujetar, pudiéndose utilizar redes empleadas en acuarios para reptiles pequeños, o redes marinas para envolver a un cocodrilo.25 1.7.7 Tubos de plástico translúcidos. Se utilizan para el manejo principalmente de serpientes venenosas, impidiendo que puedan morder a su manejador durante la manipulación. Estos tubos deben tener un extremo cerrado y contar con perforaciones para permitir la respiración del animal y ser de un tamaño ligeramente mayor al de la cabeza de la serpiente que se pretende manejar. 22 (Figura 11) Se recomienda que al menos una cuarta parte del cuerpo esté dentro del tubo a la hora del manejo, y dejar este tipo de procedimientos a los expertos. 58 Esta maniobra se describe mas adelante.
Figura 11. Tubos translucidos para contención de serpientes. (Foto: tomada por el autor)
17
1.7.8 Tong y ganchos herpetológicos. Los tongs (Figura 12) y ganchos herpetológicos (Figura 13) están diseñados y son comercializados específicamente para el mercado de mascotas o para investigación. Cumplen con la función de mantener una distancia segura con respecto al reptil y su uso es indispensable en el caso de serpientes y saurios venenosos.18, 58
Figura 12. Tong para contención de serpientes. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Figura 13. Gancho herpetológico. (Foto tomada por el autor, 2010)
1.7.9 Cuerdas y laza perros Estas herramientas se utilizan principalmente para el manejo de cocodrilos y lagartos de tamaño mediano a grande. Lo ideal es que sean de un material resistente y durable como el nylon, su diámetro debe ser proporcional al tamaño del animal a sujetar; su función es impedir que se aleje el animal en cuestión y posicionarlo en un punto determinado teniendo control de sus movimientos o intentos de huida. 18 Se recomienda que su utilización se realice por gente con experiencia, ya que algunas especies reaccionan rápidamente y pueden causar lesiones al manejador.58 1.7.10 Otros Tapabocas, guantes de látex, caretas o lentes transparentes y lámpara de mano. El personal que realice el manejo de reptiles deberá hacer uso obligatorio de guantes de látex, cubre bocas y lentes o caretas transparentes
18
con la finalidad de evitar el riesgo biológico-infeccioso, así como desinfectar el equipo utilizado entre cada manejo de ejemplares. 22, 25
1.8 Técnicas de contención por grupos específicos de reptiles. Con el fin de brindar sugerencias prácticas para la manipulación de estos ejemplares y dadas la gran diversidad existente entre los animales exóticos que ocurren dentro de la práctica profesional en zoológicos y herpetarios se describen sugerencias y recomendaciones para manipular cada uno de los grupos principales. 58
1.9 Serpientes (ofidios) Dado las características anatómicas de las serpientes, la percepción general es que su manipulación es complicada y difícil, sin embargo, puede llevarse a cabo aplicando las diferentes técnicas de manejo y aplicando los conocimientos que se tengan del ejemplar. 22, 25 El único inconveniente real es que algunas serpientes presentan glándulas productoras de veneno por lo cual es importante saber diferenciarlas de las no venenosas.58 1.9.1 Contención mediante el gancho herpetológico. El principio básico de la manipulación será siempre mantener una distancia adecuada con respecto al animal y así evitar sus intentos de agresión. Este tipo de manejo se utiliza para mover al animal de un sitio a otro sin lastimarlo y de forma segura, para higienizar su terrario en donde es necesario sacar al ejemplar el cual se coloca en otro recipiente. Es importante estar atentos, dado que en ocasiones las serpientes pueden intentar moverse a lo largo del gancho en nuestra dirección. Esta técnica se realiza sujetando el gancho con la mano y se procede a sujetar al reptil en el segundo tercio del cuerpo y levantarlo para que así el animal pierda equilibrio y posteriormente colocarlo rápidamente en un bote u otro recipiente seguro. 18, 22, 58 (Figura 14)
19
Figura 14. Manejo de serpiente con gancho herpetológico. (Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.9.2 Doble gancho. Es similar al anterior, el manejador sujeta un gancho en cada mano sosteniendo al ejemplar en dos puntos de apoyo, de preferencia el primer gancho se coloca en el primer tercio del cuerpo del animal y el segundo gancho se coloca a la mitad del cuerpo o en el último tercio del animal evitando así la huida; recurrimos a esta técnica cuando es necesario manejar serpientes venenosos o cuando son animales pesados.
(Figura 15)
Figura 15. Manejo de serpiente con doble gancho (Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.9.3 Contención mediante sacos o costales. Este tipo de manejo se utiliza básicamente para transportar al ejemplar hacia otro lugar por un tiempo prolongado, por ejemplo el traslado del reptil hacia un zoológico o hacia un herpetario. Se realiza la técnica de contenc ión mediante el 20
gancho herpetológico y posteriormente se introduce el ejemplar en un saco o costal de tela y anuda firmemente manteniendo a la serpiente en el extremo contrario del saco (esto se puede hacer usando el gancho como tope mientras se anuda el otro extremo). Lo anterior es importante, pues estos animales pueden morder a través del saco, en ningún momento se debe sostener con la mano el saco del lado donde se encuentra el animal, siempre se realiza del lado después del nudo.
17,25, 58
(Figura 16)
Figura 16. Manejo de serpientes mediante el uso de un costal. (Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.9.4 Gancho – guante. Esta técnica se realiza solo cuando “no” vamos a sujetar directamente la
cabeza del ejemplar. Se realiza sujetando la cola del animal con la mano enguantada y sosteniendo el peso del cuerpo con el gancho, tratando de mantener lejos la cabeza del ejemplar del cuerpo del manejador. También puede utilizarse para manipular serpientes pequeñas o para dar alimentación forzada ayudándonos de una pinza de disección grande de 30 cm o más. 18, 58 1.9.5 Sujeción de la cabeza. Es un manejo de tipo directo en donde surgen situaciones en las que tenemos que realizar una revisión más detallada del ejemplar y para la cual debemos saber cómo sujetar directamente con las manos a un reptil. El primer paso es restringir el movimiento de la serpiente, por lo general fijando la parte posterior de la cabeza con un gancho herpetologico contra una superficie firme, rápidamente la sujetaremos con una mano de la parte inmediatamente posterior a la cabeza, con el dedo índice y el pulgar a cada lado de la misma y el resto de los dedos alrededor del cuello, y con la otra mano sujetamos el resto 21
del cuerpo controlando sus movimientos. Para liberarla se tendrá mayor cuidado pues es en este punto donde se presentan la mayoría de las accidentes, se coloca a la serpiente en su contenedor sin soltar la cabeza, rápidamente se fija la cabeza con el gancho herpetologico aparte de la mano, y después se suelta con cuidado en forma rápida y controlada primero la mano y después el gancho. 25, 58 (Figura 17)
Figura 17. Sujeción de la cabeza de u na serpiente. (Foto: tomada por el autor, 2007)
1.9.6 Entubado. Este es otro tipo de contención para serpientes en donde se requiera de otro tipo de revisión que requiera la sujeción del animal. Se puede utilizar tubos transparentes de plástico de un diámetro ligeramente mayor que el diámetro de la serpiente. La idea es que la serpiente introduzca la cabeza y parte de su cuerpo en el tubo, esto se realiza manejando a la serpiente sobre una superficie, con una mano sujetamos el gancho y con la otra mano sujetamos el tubo de manera que con el gancho impulsemos a la serpiente para introducirla en el tubo y una vez que el primer tercio del animal ya este adentro del tubo se deja el gancho y se coloca la mano entre el tubo y el cuerpo de las serpiente evitando que retroceda. Para liberar a la serpiente, se lleva al ejemplar a hacia una superficie plana y se deja retroceder lentamente del tubo, ya que solo falte la cabeza para liberarla, se toma nuevamente el gancho para controlar el primer tercio del cuerpo y así retirar el tubo por completo. 18, 22, 25, 58 (Figura 18)
22
Figura 18. Contención de serpiente en tubo (Foto: Adrián Reuter, 2009)
1.10 Lagartos (saurios) Los lagartos representan un grupo muy amplio y variado dentro de los reptiles, entre las especies encontramos dos que son venenosas y que naturalmente habitan en nuestra región: el escorpión y el monstruo de gila ( Heloderma horridum y H. suspectum). Lo cual requieren un manejo específico. En el caso
de los lagartos que no son venenosos, al manipularlos se debe tener en cuenta que muchos de ellos, en especial los de mayor tamaño, pueden dañarnos seriamente con dientes, garras y golpes con la cola, lo que se puede evitar aplicando la técnica de sujeción apropiada y utilizando el equipo adecuado.
18,
58
1.10.1 Equipo requerido: Guantes de piel, redes de diversos tamaños, sacos de tela, contenedores de plástico.58 1.10.2 Técnicas de sujeción: Para la sujeción de un saurio se recomienda la utilización de guantes de piel, con una mano se inmoviliza la cabeza y miembros anteriores y con la otra mano inmovilizamos miembros posteriores, de manera suave pero firme. (Figura 19) 25, 58
La mayoría de saurios no se recomienda sujetarlos de la cola, ya que muchas especies pueden desprenderla y así podrían escapar, excepto saurios venenosos. Una vez sujeto se puede colocar al animal en un contenedor adecuado o en un saco de tela. 58
23
Figura 19. Sujeción de saurio con ambas manos (Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.11 Tortugas (quelonios) Las tortugas son animales muy tranquilos y no peligrosos, pero la realidad es que dentro del amplio rango de especies de tortugas existentes, muchas son capaces de causar heridas con sus garras al sentirse sujetadas, como es el caso de la tortuga lagarto ( Chelidra sepentina), tortuga caimán (Macrochlemys teminqui ) y tortuga de concha blanda ( Apalone) propinando mordidas muy
fuertes, particularmente si se trata de animales muy grandes ya que también presentan un cuello largo o que pueden extender bastante ampliando significativamente su alcance para morder. 18, 22, 58 1.11.1 Equipo requerido: Redes,
guantes
de
piel,
contenedores
(botes,
cajas
de
plástico,
transportadoras).58 1.11.2 Técnicas de sujeción: La forma más sencilla y común para manipular una tortuga es por medio de la sujeción de su caparazón, siendo en la mayoría de los casos sujetada por la parte media (Figura 20), pero en las especies de cuello largo se hace de la región posterior o de la cola. Una vez sujetas, se pueden colocar directamente en contenedores rígidos del tamaño adecuado, y cerrar de m anera segura. 24
58
De igual manera, la colocación de una toalla o franela en la parte anterior resulta significativo para evitar estrés y mordidas del animal al manejador. 18
Figura 20. Sujeción de una tortuga Foto: Adrián Reuter, manipulación y manejo de reptiles, 2009)
1.13 Cocodrilos. El manejo de cocodrilos, es el más complicado debido a que animales de talla mediana a grande representan cierto peligro para el manejador, debido que estos animales presentan ciertas armas para defenderse de manera considerable, además de una dentadura muy filosa y diseñada para someter animales de tallas medianas a grandes. En el caso de los cocodrilos, una característica a tomar en cuenta es su habilidad para morder y rotar sobre si mismos con el fin de arrancar grandes trozos de carne de sus presas, lo que puede hacer con mucha facilidad y por ejemplo, arrancar una extremidad humana. Sin embargo una vez cerrado el hocico y sujeto en esa posición, carecen de suficiente fuerza para abrirlo, lo que se aprovecha cuando se requiere manipularlo o transportarlo de manera segura. 18, 25, 58 1.13.1 Equipo requerido: Redes, cuerdas, laza- perros, cinta adhesiva, toallas o tela. 18 1.13.2 Técnica de sujeción: Los cocodrilos pequeños (de menos de medio metro) pueden contenerse agarrándolos por detrás del cuello y estabilizando la cola. Animales de más de medio metro, bastará sujetar y encintar el hocico una vez cerrado, y pueden ser sujetados con redes pequeñas, cuerdas o laza-perros. 18, 58 25
Para animales de mayor tamaño, el procedimiento recomendado cambia: éstos deberán ser lazados de la mandíbula superior, se le cubrirán los ojos con una toalla mojada (para disminuir el estrés) y se aplicará peso para que cierren el hocico y se le encinte el mismo; en este tipo de animales el uso de laza perros esta contraindicado, puesto que al sentirse sujetos darán vueltas sobre si mismos y se llevaran consigo el aparato pudiendo golpear al manejador. También se les puede envolver en una red de pesca y contenerlos, pero lo primordial siempre será cerrarles perfectamente el hocico con la cinta. (Figura 21) Es
importante mencionar que la contención y sujeción de la cola en estos
animales es fundamental, pues ésta es extremadamente fuerte y puede causar lesiones muy graves.
18, 22, 58
Figura 21. Contención de un cocodrilo de talla mediana (Foto: cortesía Zoológicos de la Cuidad de México, 2008)
1.14 CONTENCIÓN FÍSICA EN AVES. Anteriormente solo algunos veterinarios en el mundo tenían la experiencia en tratar aves. Ahora su número es mayor. Este incremento en la experiencia clínica se debe a una mayor profesionalización y especialización de la medicina veterinaria. Las aves exóticas a su vez, se han convertido en mascotas y continúan ganando popularidad día con día. El resultado de esta evolución se ha convertido en una especialización terapéutica y de protocolos diagnósticos, contribuyendo en el desarrollo e invención de equipo especializado.
54, 83
El número de especies mantenidas en cautiverio, en general están dentro de los siguientes grupos:
Passeriformes: aves canoras como cuervos, pinzones, golondrinas, mosqueros, vireos, entre otros.
Psittasiformes: pericos, guacamayas. 26
Falconiformes: halcones y águilas.
Stringiformes: rapaces nocturnas,
Galliformes: gallináceas como gallinas, pavos, chachalacas.
Tinamiformes: perdices, martinetas y quiulas,
Columbiforme: palomas, tórtolas y formas afines,
Ratites: aves no voladores como el Emú común (Dromaius novaehollandiae) y Ñandú común ( Rhea americana). 54, 83
Existen grandes diferencias entre cada uno de los grupos y de otras especies animales, en primer lugar una diferencia importante es el comportamiento. La sujeción manual de un ave frecuentemente es muy estresante para esta y pudiera resultar en la muerte del animal.
83
El Médico Veterinario que realice la contención física de las aves, deberá conocer los siguientes factores: Las aves carecen por completo de diafragma y los pulmones se encuentran en contacto con la pared torácica. El movimiento del aire a través de los pulmones y de los sacos aéreos depende del movimiento del esternón y las costillas, por lo que éste no deberá impedirse durante la contención. La localización de narinas u orificios nasales es variable. Algunas especies pueden respirar a través de la boca mientras que otras son incapaces de ello. Se debe observar el ave antes de contenerla para verificar la localización de las narinas y que no se encuentren obstruidos. 18, 54, 83 Los huesos de las aves poseen modificaciones que los aligera y facilita el vuelo. Algunos huesos se encuentran neumatizados, es decir, contienen aire y están comunicados con los sacos aéreos y forman parte del tracto respiratorio mientras que otros son huecos y de corteza delgada. 28 Estas características incrementan la fragilidad de los huesos y la posibilidad de fracturarlos durante la manipulación.
28
27
1.14.1 Contención y manejo. Las aves deberán ser manejadas en el menor tiempo posible para completar cualquier procedimiento. La adecuada técnica de contención y manejo es esencial para el bienestar de dichos ejemplares. El objetivo principal es realizar cualquier procedimiento sin dañar en absoluto al ave o al asistente dando la terapia adecuada. El clínico especializado no podrá realizar un examen físico adecuado sin manejar directamente al paciente. Es bastante complicado sujetar al ave y al mismo tiempo realizar el examen físico, por ello es recomendable la ayuda de un asistente.
28, 54
Cuando los procedimientos de rutina son necesarios, tales como corte de uñas, exámen físico, toma de muestras o tratamiento, la contención física es vital. Por ejemplo, un psitácido se defiende principalmente con el pico; por lo tanto es de vital importancia sujetar apropiadamente la cabeza. El manejo adecuado es el primer requisito en la medicina aviar. 54
1.14.2 Técnica de sujeción. Algunos procedimientos que pueden utilizarse durante la contención de cualquier ave son: 1) Controlar la cabeza en aves de gran tamaño. 2) La mayoría de las aves pueden contenerse aproximándose por detrás, sujetando la cabeza, el cuerpo y luego sosteniendo las extremidades. 3) Las redes resultan útiles en muchas especies pero deben utilizarse con cuidado para evitar fracturas de alas o patas. Debe evitarse atrapar a las aves con la red mientras estén volando. Se debe procurar controlar la cabeza del animal antes de sacarlo de la red. 28, 83 Los polluelos deben de sostenerse con mucho cuidado, dando pleno apoyo a las alas y el cuerpo. 18 Todas las aves acuáticas pueden capturarse con red. Después de quitarle la red de encima, el ave puede contenerse sosteniendo la parte proximal de las dos alas con una sola mano. 83 28
1.14.3 Contención física de aves medianas y psitácidos. Las aves psitacinas pueden causar lesiones al manipulador con sus fuertes picos. Incluso los guantes gruesos pueden resultar insuficientes para proteger al manejador de las grandes cacatúas que son capaces de fracturar un dedo de una mordida.54, 67 Inicialmente puede arrojarse una toalla sobre el animal aunque algunos prefieren contener al animal utilizando guantes. En cualquier caso, es importante controlar la cabeza del ave sosteniéndola desde atrás, a nivel de la base del cuello. Es recomendable contener las patas con la otra mano para evitar que el ave nos pueda hacer daño con las garras. 28 (Figura 22) Las psitacinas de pequeño tamaño no son tan peligrosas y pueden contenerse adecuadamente con una toalla ligera o con las manos. 67
Figura 22. Sujeción correcta de un psitácido. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2012)
Se deberá asegurar que la región pectoral se encuentre libre. Se debe examinar al ave y monitorear la respiración vigilando que el ave no sufra de un sobrecalentamiento. 67
1.14.4 Contención física de paseriformes. Las aves pequeñas que están en aviarios pueden capturarse con una red ligera. Cuando vaya a capturarse un ave en una jaula, lo primero que hay que hacer es sacar todos los objetos que puedan molestar y dañar al animal tales como el bebedero y el comedero. Luego hay que acorralar el ave en una esquina de la jaula con una toalla o con la mano y agarrarla con las manos. 54, 83 Las aves pequeñas que son capaces de picar o morder deben contenerse sosteniendo la cabeza entre los dedos índice y pulgar y el resto del cuerpo en 29
la palma de la mano. Debe tenerse mucho cuidado de no retorcer la cabeza ya que el animal podría tener problemas para respirar. 83 (Figura 23) Con el resto de los dedos se sujeta el resto del cuerpo por el dorso de la cavidad celómica, procurando que la región pectoral se encuentre libre. 28 Debido a que la mayoría de las paseriformes o aves de jaula son tímidas y retraídas, debe de prevenirse el lastimarlas. La mayoría de los tratamientos se pueden realizar con una sola mano, (corte de uñas, muestreos, etc.)
54, 83
Figura 23. Sujeción correcta de un paseriforme. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2010)
1.14.5 Contención física de aves rapaces. La mayoría de aves de presa se defiende principalmente con sus poderosas garras y con el pico, por lo que son capaces de causar serias lesiones en las manos y los dedos del manejador si la contención no se realiza adecuadamente. Los buitres, los búhos y los halcones utilizan estos mecanismos para defenderse.
18, 28
* Con ayuda de guantes de carnaza, se abordará el ave con una toalla (según sea el tamaño del ave) o red. * Primero se inmovilizan las patas, sujetándolas de los tarsos. * Se disminuye el campo visual con ayuda de una franela, si no se cuenta con caperuzas. * Dependiendo de la especie, no se debe perder de vista el pico, ya que algunas aves hacen uso de él como defensa. * Cuando se tiene que realizar la exploración física entre una sola persona, se deberá colocar el ave de espaldas apoyada en el pecho del explorador. (Figura 24) 30
54, 83
Figura 24. Contención de un ave de presa. (Foto: cortesía Procuraduría Federal de Protección al Ambiente, 2011)
1.14.6 Contención física de gallináceas. * Regularmente este tipo de aves son de temperamento nervioso. * Se aborda al ave por la espalda, se sujetan sus piernas, de ser posible sus alas también. * Se deberá reducir el campo visual para que el animal se tranquilice y los manejos a los que sea sometido deben ser rápidos. 54
1.14.7 Contención de Fenicopteriformes, Gruiformes y Ciconiidae. Las aves de extremidades y picos largos como los flamencos, las grullas, las cigüeñas y las garzas se defienden con el pico. Con estos animales no suelen utilizarse las redes ya que el riesgo de fracturas en las extremidades es elevado. Este tipo de ave puede acorralarse en una esquina, donde el manejador puede agarrar el pico o el cuello primero y las alas inmediatamente después. Con las aves de mayor tamaño esto resulta más fácil entre dos personas. Las patas deberán mantenerse siempre dobladas bajo el cuerpo y no dejarlas colgando. No hay que forzar nunca las patas de estos animales y siempre hay que manejarlas con mucho cuidado. 18, 54, 83 La cabeza puede mantenerse bajo el brazo opuesto para evitar que el animal nos pique. Para mayor seguridad, los picos largos y puntiagudos pueden asegurarse con cinta y se les puede colocar un corcho en la punta siempre y cuando se tenga cuidado de no tapar los orificios nasales. 83
31
1.14.8 Liberación de un ave. La liberación cuidadosa de las aves después de la contención también resulta crítica ya que puede encontrarse desorientada y lastimarse. Lo mejor es poner el ave sobre el suelo y permitir que se siente, asegurándose de que las uñas o garras y el pico no estén enganchadas en la red o en los guantes.
32
28, 54
CAPÍTULO 2. PRÁCTICA DE CAPTURA QÍIMICA DE MAMÍFEROS UNGULADOS Pertenecen a este grupo los mamíferos que tienen un número par de pezuñas en cada una de sus extremidades, apoyan el extremo de los dedos revestidos de una uña adaptados a la carrera. (Figura 25) Para ello el número de dedos sobre los que se apoya el peso del cuerpo se ha reducido a uno (Perisodáctilos) o dos (Artiodáctilos), si bien pueden existir otros dedos poco o nada funcionales. En este apartado nos basaremos a la tercera técnica de manejo descritas en el capitulo anterior,
“contención química”, en donde se
hace mención de la utilización de fármacos para llevar a cabo la inmovilización y captura de animales. 6
Figura 25. Ungulados. (Foto: tomada de mamiferosungulados.blogspot.com, 2004)
Los fármacos utilizados para calmar (tranquilizar) y para capturar (inmovilizar) animales silvestres o de zoológico son similares a los de uso común. Estos narcóticos y sus combinaciones actúan en sitios diversos en el cerebro para producir efectos de calma (tranquilización), depresión (sedación), pérdida de dolor (analgesia).6, 32 También existen drogas con efectos similares al curare, las cuales producen parálisis a través del bloqueo de la transmisión de mensajes neuromusculares (succinilcolina y galamina). Estos narcóticos son frecuentemente llamados paralíticos o relajantes musculares. Debido a que los fármacos anestésicos actúan sobre el sistema nervioso, estas primero son absorbidas en el sitio de inyección, se disuelven en la sangre a fin de alcanzar el sistema nervioso 33
central (o nervios periféricos) en concentración suficiente para ocasionar el efecto deseado. 32, 41 Hay una ventaja en usar combinaciones que permiten reducción de la dosis. Las drogas más recientes, y las mezclas de tranquilizantes y disociativos son cada vez mucho más seguras ya que éstas tienen un índice terapéutico (IT) alto. 32, 41 Muchos de estos narcóticos tienen antídotos (sustancias que neutralizan la influencia de un narcótico o un veneno, haciéndolo ineficaz) y/o antagonistas (substancias que compiten con el narcótico inmovilizador por sitios receptores en oposición directa a la acción de este). Estos antagonistas permiten tener un mayor control durante situaciones anestésicas y de inmovilización cuando se requiere una inversión o recuperación rápida por seguridad del animal y el investigador. 3, 41 Los conocimientos de farmacología, además de destreza y experiencia, son prerrequisitos para la combinación exitosa de agentes inmovilizadores. La combinación del narcótico varía de especie a especie; y también se relaciona con el propósito de la inmovilización.41 La dosis más segura y útil de un narcótico o la combinación de narcóticos se considera como aquella que produce una inmovilización rápida sin ocasionar efectos adversos. 41 Anteriormente, el curare (d-tubocurarina), clorhidrato de succinilcolina y el alcaloide de la nicotina fueron drogas utilizadas en el desarrollo temprano de la contención química de fauna silvestre. 32 Los anestésicos y tranquilizantes utilizados en fauna silvestre, generalmente provienen de la farmacología veterinaria convencional, sin embargo para utilizar dichos medicamentos los criterios de decisión para elegir la droga, la dosificación, la forma de administración y el efecto deseado, son diferentes debido a las distintas reacciones que los animales silvestres tienen a los fármacos. 32, 41
34
Algunas drogas como los narcóticos y algunos tranquilizantes son consideradas "Substancias Controladas" en México y otros países, por lo que su uso esta limitado a profesionales de la salud con registros especiales y legalmente autorizados para el ejercicio de su profesión. 32
2.1 Principales fármacos utilizados en la inmovilización de animales silvestres. 2.1.1 Bloqueadores Neuromusculares (curariformes)
succinil colina (buena inmovilización, pero se mantiene la sensibilidad al dolor y estrés, alta mortalidad, económico) 3, 6
2.1.2 Tranquilizantes / Sedantes.
Tranquilizantes Mayores o Neurolépticos (Fenotiazinas, y Butiroferonas) por ejemplo acepromazina, promazina y azaperona. Son considerados neurolépticos, pues causan la supresión de movimientos espontáneos, pero retienen los reflejos espinales y sienten dolor. Se deben usar con analgésicos potentes (neulopetoanalgesia)
3,41
Tranquilizantes Menores (Benzodiazepinas: Valium) usado como relajante muscular cuando se presentan convulsiones por ciclohexaminas, se usa endovenoso. Nunca mezclar en el mismo dardo con otro medicamento.
41
Agonistas alfa 2 adrenérgicos (Xilacina, Detomidina, Medetomidina) son muy potentes y tienen Antagonistas Específicos (Yohimbina, Tolazolina), se usan con opiáceos y ciclohexaminas para facilitar y suavizar la inducción. Pueden sedar profundamente a ciertos ungulados hasta el punto de permitir manejarlos con cierta seguridad, pero pueden ser reanimados fácilmente con casi cualquier estímulo y se pueden volver peligrosos, aunque minutos antes hayan estado con apariencia inofensiva.
35
3,6, 41
2.1.3 Anestésicos Generales.
Barbitúricos: (Uso endovenoso, se requiere previa inducción con otro agente o una adecuada técnica de sujeción física) causan anestesia quirúrgica y buena miorelajación, también depresión cardiorrespiratoria. Buenos eutanásicos.
6, 41
Propofol: Anestésico inyectable endovenoso. Se administra en bolos de 6.6 mg/kg. En animales previamente inmovilizados mediante contención física o química, produce anestesia general de corta duración, también se utiliza como inductor para anestesia inhalada. 41
Opiáceos: (Etorfina, Fentanil, Carfentanil) 41 Tienen Antagonistas Específicos (Diprenorfina, Naloxona, Naltrexona) Potentes analgésicos capaces de inmovilizar grandes animales, su gran potencia permite el uso de pequeños volúmenes de droga lo cual favorece la utilización de sistemas de inyección remota para grandes animales pero su desventaja principal es la toxicidad en humanos donde muy pequeños volúmenes son letales, incluso por contacto accidental como una gota que salpique el rostro del operador o puncionarse con una aguja contaminada. Se debe estar familiarizado con los procedimientos de emergencia en caso de exposición accidental a opiáceos, que incluyen reanimación cardiopulmonar y aplicación del antagonista. El uso de los antagonistas específicos por vía endovenosa, permite que el animal se incorpore en cuanto nuestro procedimiento termina, pero existe el riesgo de "renarcotización" por lo cual se debe aplicar parte del antagonista mediante una vía de absorción lenta como la intramuscular o subcutánea. 3, 6, 41
Ciclohexaminas: (Ketamina, Tiletamina) Anestésicos Disociativos, provocan un estado de catalepsia en que los ojos permanecen abiertos con sus reflejos luminosos y corneal intactos, también se conserva el 36
reflejo deglutorio y palplebral. Para compensar la tendencia a causar convulsiones se usan con tranquilizantes. El más usado es la Ketamina principalmente en pequeños mamíferos, carnívoros y primates pero es útil y seguro en grandes mamíferos. La tiletamina solo se consigue en una preparación comercial combinada con un tranquilizante, el zolazepam. 6, 41 2.1.4 Anestésicos locales.
Lidocaína: se usan para lograr anestesia local o regional por infiltración o por bloqueo epidural. Para realizar procedimientos dolorosos o cirugías en animales previamente inmovilizados. 41
2.1.5 Anestésicos inhalados.
(Halotano;
Isofluorano,
Sevofluorano) Se
emplea en
animales
previamente inducidos, ya sea por inmovilizantes químicos, propofol, o bien sujetos físicamente. Se pueden administrar en cámaras de anestesia, por mascarilla, por casco o si el animal está inducido por intubación endotraqueal. Es la anestesia más segura para cirugía. Pero siempre requiere una previa captura e inmovilización. Requiere equipo especializado para su aplicación, con modificaciones para el tamaño y anatomía de diferentes tipos de animales. 3, 41 2.1.6 Adyuvantes y drogas de emergencia. -
Se requiere contar con los medicamentos de emergencia para atender los problemas que se pueden presentar durante la contención química. 3, 6 Ejemplos de fármacos a utilizar:
Atropina: parasimpaticolítico
Adrenalina: cardiotónico
Analépticos respiratorios: doxapram, heptaminol-diprofilina (Frecardyl) regularizan y estimulan la respiración. 37
Hialuronidasa: facilita la absorción de la droga y acelera la inmovilización. 3, 41
2.2 Combinación de fármacos para efecto de potencialización: La combinación de varias drogas es una práctica común en el manejo de animales silvestres y nos aporta varios beneficios: 2.2.1 Ventajas de combinar fármacos:
Reducción de la dosis de todas las drogas en la combinación con un aumento en el índice terapéutico (mayor seguridad y mejor efecto).
Reducción de efectos indeseables (convulsiones, rigidez muscular).
Disminución del tiempo y mayor suavidad de inducción, mejor recuperación.3, 37,41
2.2.2 Desventajas de las combinaciones:
Dificultad para evaluar el efecto de una droga en particular
Mayor complejidad al calcular las dosis iniciales
Confusión al calcular las redosificaciones
En algunos casos se prolonga la recuperación y algunos efectos adversos se pueden potencializar .43
La combinación se realiza utilizando primero el componente primario y después el secundario o complementario. Puede haber dos o mas complementarios. Los componentes primarios son capaces de inmovilizar al animal por si mismos, si se administra la suficiente dosis. Son por lo general anestésicos, ya sea narcóticos opiáceos o anestésicos disociativos del grupo de las ciclohexaminas.
45
Los componentes secundarios generalmente no logran la
inmovilización a ninguna dosis, solamente ayudan al componente primario a reducir efectos indeseables y a disminuir la dosis, para incrementar el índice terapéutico. Los componentes primarios suelen ser anestésicos generales, mientras que los secundarios generalmente son tranquilizantes o sedantes. 3, 37,43
38
2.2.3 Combinaciones de drogas más frecuentemente utilizadas:
37, 43
ketamina - xilacina ketamina - detomidina tiletamina - zolacepam (zoletil; telazol) tiletamina/zolacepam - xilacina etorfina - acepromazina (immobilon) carfentanil – medetomidina.
2.3 Dosificación. Para cada droga se tienen diferentes dosis para las diferentes especies, incluso hay variaciones en la dosis de la misma especie según el sexo, edad, estado fisiológico, la época del año y hora del día. Cuando se llevan registros de otras sujeciones de animales de la misma especie e incluso del mismo individuo, se pueden tomar como punto de comparación basado en los resultados del manejo anterior. 28 Además del peso y la especie se deben considerar las diferencias en el estado general del paciente, como pérdida o ganancia de peso, estado de excitación, enfermedades concomitantes y estado fisiológico, lo cual afecta la respuesta del animal al medicamento. 28, 32
2.4 Determinación del peso. Los registros del peso corporal de ejemplares pueden ser utilizados para estimar el peso de otro animal por comparación en base a la edad, sexo y tamaño.28 El cálculo del peso del paciente es importante, cuando no se cuenta con el peso exacto este se puede hacer entre varias personas con experiencia en calcular pesos y luego comparar entre sí para ver si coinciden. Después de calcular un peso y sujetar al animal es recomendable pesarlo para verificar la exactitud de nuestros cálculos y eso nos va dando parámetros para calcular pesos con exactitud.
28, 37
39
Las dosis recomendadas se pueden revisar en las bibliografías, recordando siempre que es responsabilidad del Médico Veterinario la selección de la droga o drogas a usarse y la dosis que se suministre.
28, 37
Durante la planeación del manejo se deben considerar además de la droga y dosis, el método de administración, la hora y lugar para el procedimiento, el equipo a usar y el personal con se apoyará. Pero sobretodo la decisión de sí se hará o no el manejo considerando el interés del paciente y la seguridad de los operadores. 28
2.5 Ruta de inyección. El tiempo requerido de un narcótico determinado para producir un efecto es influenciado enormemente por la ruta de administración. La ruta de inyección también influye la calidad de droga requerida; por ejemplo, una inyección intravenosa puede requerir sólo la mitad de la cantidad necesaria por cualquier otra ruta de administración para alcanzar una concentración determinada en el cerebro. Tales generalizaciones no son ciertas para todos los narcóticos que se pueden utilizar.28, 41 Los narcóticos con bajo peso molecular (hidrosolubles) son absorbidos más rápidamente. Generalmente, todas las inyecciones iniciales serán intramusculares. Sin embargo, una vez que el animal está a la mano, pueden aplicarse inyecciones consecutivas requeridas. 28
2.6 Factores que alternan la respuesta del fármaco. Existen variaciones individuales de reacción al narcótico que van desde cambios de tolerancia a sensibilidad. La mayoría de los individuos reaccionarán en manera típica o promedio, pero las reacciones atípicas ocurrirán, por lo que se debe de estar preparado para tales ocasiones. 43
40
Entre los factores que pueden ocasionar diferencias individuales encontramos:
Peso: El tejido adiposo no está involucrado en el metabolismo y distribución de la mayoría de los narcóticos, sino que algunos narcóticos liposolubles son almacenados en la grasa. Es importante considerar si el narcótico es inyectado en la grasa subcutánea, ya que la absorción puede ser
demorada y el efecto deseado no es producido o es
retardado.37, 43
Edad: Animales de la misma especie muy jóvenes o viejos pueden mostrar reacciones diferentes a animales de edad promedio. 43
Sexo: Pocas diferencias son esperadas. Machos durante el período de celo o las hembras gestantes pueden mostrar respuestas alteradas. 43
Hora del día: Las drogas depresoras son más efectivas al final del día, conforme la fatiga normal del animal se manifiesta y como sus actividades diurnas transcurren. 3, 43
Idiosincrasia del narcótico: Poco se sabe sobre reacciones inusitadas de un narcótico, tales como alergia. No obstante, tales reacciones pueden ocurrir.3, 43
Si bien muchos animales han sido exitosamente inmovilizados con una droga particular, el próximo animal a ser inyectado puede responder inesperadamente.43
Temperamento: Animales excitados o altamente temperamentales comúnmente requieren dosis más altas que animales normales y tranquilos. Animales en cautiverio pueden ser profundamente afectados por dosis de narcóticos que no producen un efecto visible en animales silvestres de la misma especie. 3, 43 41
Tolerancia al narcótico: La tolerancia a un narcótico, inducida o adquirida, puede ser producida si los animales son narcotizados repetidamente. Esto ocurre porque estas inyecciones repetidas ocasionan que el hígado del animal produzca más enzimas de lo necesario para detoxificar el narcótico. Tal tolerancia inducida puede ser reversible después de períodos extendidos de la ausencia del narcótico.37, 43
Alimento: Un estómago lleno puede demorar el tiempo de absorción de la droga. Si es posible se debe internar al ejemplar antes de que se alimente. La presencia de un estómago lleno con alimento ingerido recientemente puede provocar problemas si es regurgitado. 3, 37, 43
Condiciones patológicas: Los animales enfermos pueden reaccionar a narcóticos en una manera inusitada. Si se puede detectar que un animal es afectado por alguna enfermedad, se deben considerar todos los factores mencionados anteriormente antes de intentar la captura.
43
2.7 Captura e inmovilización química. El resultado de un estado de inmovilización y anestesia, es de suma importancia en los estudios y trabajos con los ungulados silvestres, que requieran su manipulación para la aplicación de sistemas de identificación y seguimiento (collares de radiofrecuencia, microchips, etc.), la toma de muestras biológicas (sangre, heces, semen, biopsias), o la aplicación de tecnologías reproductivas (ecografía, laparoscopia, electroeyaculación). 37, 43 El uso de la teleanestesia mediante dardos es el método más usualmente utilizado. El dardo está constituido por una cámara anterior con émbolo, donde se dispone el fármaco anestésico (Figura 26) y una cámara de aire con pistón.
42
37
Figura 26. Carga del agente anestésico en el d ardo. (Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2010)
Una vez depositado el volumen de anestésico requerido, se coloca una aguja con un orificio pequeño al cual se añade un anillo de silicona.
37
El último paso
en la preparación del dardo, consiste en llenar la cámara posterior con aire, ayudándonos de una jeringa de 20 ml, y poner el estabilizador en la parte posterior del dardo.37 (Figura 27)
Figura 27. Llenado de aire en la cámara posterior del dardo. (Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2010)
Posteriormente, el dardo esta preparado para cargarse en la cerbatana o rifle dependiendo del ejemplar, el tamaño y lugar en donde se realizara la contención química. 37 (Figura 28 y 29)
43
Figura 28. Introducción del dardo en cerbatana. (Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
Figura 29. Introducción del dardo en rifle anestésico. (Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
En el caso de los rumiantes silvestres, dadas las complicaciones de la inmovilización anestésica como la timpanización del rumen y regurgitación al estar el ejemplar en una posición decúbito lateral por tiempo prolongado, es recomendable revertir el estado anestésico lo antes posible, por lo que se recomiendan agentes anestésicos que posean antagonistas específicos, como es el caso de los agonistas adrenérgicos. El primer agonista alfa 2 adrenérgico utilizado en la práctica veterinaria ha sido la xilacina, que puede ser empleada sola o en combinación con otros fármacos, para conseguir buenos estados de relajación y anestesia. Como antagonista de la xilacina se utiliza el clorhidrato de yohimbina a dosis de 0.4 - 0.7 mg/kg vía intravenosa. El desarrollo de agonistas alfa 2adrenérgico más potentes y específicos, como la medetomidina y detomidina, junto a la aplicación de antagonistas específicos como el atipamezol, ha incrementado el valor potencial del uso de este tipo de agentes para la inmovilización de especies silvestres. 3, 37,74 Los agonistas alfa 2 –adrenérgico suelen inducir una moderada a profunda sedación, pero la inmovilización es usualmente incompleta. Sin embargo, su uso combinado con agentes disociativos, como la ketamina o tiletamina, o bien con benzodiacepinas (ej. diacepam o zolacepam) permite obtener un buen ó excelente estado de miorrelajación, siendo pocos los efectos secundarios asociados con el uso de estas combinaciones.
74, 77
Si bien las dosis reflejadas en el cuadro 1, pueden servir de refer encia, tener en cuenta las posibles variaciones en la respuesta, derivadas del punto de inyección del dardo, el sexo, la edad, el estado fisiológico reproductivo, la temperatura ambiental y la alimentación. 37 44
Cuadro 1. Combinaciones anestésicas empleadas con más frecuencia en las diferentes especies de ungulados:
ESPECIE
DOSIS
Cabra
150 mg/kg detomidina + 1.5 mg/kg ketamina + 1.5 mg/kg
montéz
tiletamina-zolacepam
Muflón
100 mg/kg medetomidina + 2 mg/kg ketamina
Ciervo
0.8 mg/kg xilacina + 2mg/kg ketamina
Gamo
2.5 mg/kg tiletamina/zolacepam
Corzo
2 mg/kg xilacina + 4 mg/kg ketamina
Jabalí
4.3 mg/kg tiletamina/zolacepam + 4.3 mg/kg xilacina
Gómez F. New anesthetic combination for use in Iberian wild goat (Capra pyrenaica). World Conference on mountain ungulates,,2009.
2.8 Consideraciones médicas. 2.8.1 Precauciones primarias-signos vitales. Una vez que el animal está a nuestra disposición, se debe de efectuar un exámen físico rápidamente para determinar los signos vitales. La primera preocupación, en este momento, debe ser la vida del animal. Se deben registrar los signos vitales, temperatura rectal, frecuencia cardiaca y respiratoria.43 (Figura 30)
Figura 30. Monitorización de constantes fisiológicas de un macho montés. (Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
45
Respiración: El movimiento del tórax, se debe observar, sentir, o
escuchar (el oído o una mano en las ventanas nasales del animal, pueden detectar el más pequeño intercambio de aire). Si hay demasiadas secreciones nasales, o si fluido sanguíneo o ruminal está siendo inhalado, se podrán oír sonidos de rallado y gorgoriteo. Hay cambios característicos en el valor y profundidad de respiración con relación al nivel de sedación. A menudo, tanto la frecuencia como la profundidad respiratoria son reducidas conforme la sedación es incrementada.6, 43 Frecuencia Cardiaca: Se puede ver o sentir el latido del corazón o
escucharlo con un estetoscopio. La frecuencia cardiaca debe generalmente estar arriba de 50/ min y debajo de 150/min para la mayoría de los animales. Frecuencias arriba de 200 son demasiado rápidas para contarse. Se puede sentir frecuentemente el pulso delante de la vena yugular o en el triángulo femoral. 43 Circulación Sanguínea: Si la presión sanguínea está dentro de los
límites normales, las membranas mucosas son de color rosado. En muchas especies, las comisuras labial o palpebral son un lugar conveniente para observar estas membranas. Si el oxígeno es inadecuado en estos tejidos, estos se vuelven azulosos; si la presión sanguínea es baja, estos se tornan de color blanquecino. Ambas situaciones son de emergencia. Con el fin de determinar la presión sanguínea, se realiza la medición del tiempo de llenado capilar, definido como el tiempo, en segundos, que toma a la circulación sanguínea para tornar de blanco a rosado después de que el tejido es presionado con la punta de los dedos por 1-2 segundos. Un tiempo de llenado capilar de más de 2-3 segundos indica hipotensión y por lo tanto, perfusión inadecuada de los tejidos. 6,43, 77
46
Respuesta a Estímulos: Entre más sedado esté el animal la respuesta a
diferentes estímulos es menor. Las respuestas reflejas involuntarias, tales como el parpadeo, se pierden en una sucesión predecible, y la presencia o la ausencia de estas respuestas nos permite estimar la profundidad de sedación. La repuesta a estímulos visuales es el primer signo que se pierde; esto puede ser verificado si los ojos del animal siguen el movimiento de la mano conforme se acerca a la cabeza y cara. La pérdida de sensibilidad al dolor, se puede ser verificada con un pellizco en un dedo de la pata, en la nariz o en una oreja, esto ocurre con una buena anestesia profunda.
6, 32,43
Temperatura Corporal: Esta es crítica con algunos fármacos y en
muchas situaciones de captura donde no se usan narcóticos. La temperatura rectal arriba de 41°C es de riesgo, especialmente si la temperatura sigue subiendo. El uso de agua fría o hielo sobre la cabeza, el cuello y la zona inguinal es recomendable para enfriar el cuerpo del animal. Temperaturas corporales arriba de 42.3°C en la mayoría de ungulados, indican que el tratamiento de emergencia se debe iniciar y si el animal fue inmovilizado químicamente, el narcótico debe de ser revertido. 32, 43
2.8.2 Precauciones secundarias-confort. La segunda preocupación debe ser el confort del animal. Se deben proteger sus ojos del daño solar, rasguños, basura y otros objetos extraños. Para esto se requiere cubrir los ojos con un vendaje. La eliminación de estímulos oculares frecuentemente calma al animal. (Figura 31). Si el vendaje se deja por varias horas, estos pueden irritar la córnea causando nublamiento y dolor por varios días después de la captura. 37, 43
47
Figura 31. Vendaje para protección de ojos de un macho montés (Foto: tomada de Monografías INIA, 2010)
Se debe asegurar que la sujeción física no sea demasiado fuerte, que las cuerdas no estén cortando la piel, que la presión excedente sobre el pecho no restringa la respiración. La exposición a cambios bruscos de temperatura es un grave problema con mamíferos pequeños ya que estos tienen tasas metabólicas altas, y radios de superficie y de volumen altos. Se debe mantener el tiempo de manejo al mínimo. 43, 77 2.8.3 Seguridad de los fármacos. Cada vez que se utilicen agentes anestésicos potentes, existe un alto riesgo de que ocurra un accidente siendo ésta fatal para el manipulador.
43
Los humanos pueden inyectarse accidentalmente mientras se manejan dardos o jeringas por no tener cuidado en el manejo que se da al equipo usado. 43 Todas las jeringas deberán ser marcadas y desechadas en forma adecuada según la Norma Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-SSA1-2002. 64 Mientras
se
manejan
fármacos,
deben
evitarse
las
distracciones
(acompañantes curiosos, etc), Las salpicaduras de los fármacos pueden ser absorbidas a través de los ojos, membranas de la mucosa oral o heridas en las manos. Es necesario utilizar guantes para cirugía mientras se cargan dardos o jeringas con narcóticos fuertes. Se debe de manejar los dardos cargados y los ya utilizados con precaución; pueden ser guardados en una caja o en envases cilíndricos. El sitio de inyección del dardo en el animal puede tener residuos de fármaco escurriendo de él. 37, 41,43 48
Antes de usar un fármaco peligroso es necesario tener a la mano el antídoto, en caso de que este exista. Los fármacos modernos que se utilizan para la captura de animales, no se absorben a través de la piel intacta.
43
El manejo violento de los animales produce estrés y cuando se acompaña de convulsiones, puede sobrevenir la muerte. La poca actividad impuesta por el cautiverio hace disminuir las reservas de glucógeno en algunos órganos (hígado y músculo). Esto aumenta la producción de catecolaminas, epinefrina y norepinefrina, aumentando también la temperatura con pérdida rápida de la glucosa que resulta en hipoglucemia con convulsiones y muerte. El proceso sigue la siguiente secuencia: después de una excitación acompañada de movimientos defensivos, se detienen y aparentan haber recuperado la tranquilidad para enseguida morir.
30, 43, 37
2.8.4 Estrés y miopatía por captura. Fatalidades relacionadas a la captura son sucesos perturbadores en proyectos de contención tanto en animales silvestres como en animales de zoológico. Esfuerzos son efectuados rutinariamente para minimizar estas fatalidades. El conocimiento de los mecanismos patofisiológicos de algunas de estas condiciones ha mejorado al igual que se tiene la capacidad para prevenir y tratar esto problemas.30, 32 Equipos diestros de captura conjuntamente con herramientas y técnicas de captura mejoradas han contribuido también al descenso de mortalidad asociada con la captura. Heridas traumáticas, hemorragias masivas, asfixia, y sobredosis de medicamentos son las causas obvias de muertes agudas relacionadas a la captura y pueden comúnmente ser evitadas con una preparación cuidadosa. El estrés severo en ungulados, puede iniciar fácilmente mecanismos fisiológicos que pasan a ser irreversibles con el tiempo. 32 Choque, hipertermia, y falla cardíaca, pueden ocurrir y están correlacionadas probablemente en la mayoría de los casos a muerte aguda (0-24 horas). 32, 77
49
A diferencia de los animales domésticos, la fauna silvestre carece del temperamento de confinamiento o la falta de miedo a los seres humanos. Por consiguiente, estos animales reaccionan de acuerdo a las circunstancias de la captura y pueden atacar violentamente al personal o estresarse en exceso y enfermar o morir.30, 74 La respuesta de estrés en el ejemplar es importante para mantenerlo con vida, pero si se prolonga demasiado, puede ser fatal para la vida del animal.
50
30
CAPÍTULO 3. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA DE CARNÍVOROS. En la actualidad, la captura e inmovilización de los animales se ha convertido en una herramienta de suma importancia no sólo para el traslado de animales, sino también para ciertos estudios etológicos y ecológicos. 26 Desde los tiempos más remotos el hombre se ha dedicado a cazar animales, en los comienzos, para alimentación, pero posteriormente comenzó a capturarlos con el fin de preservarlos en cautiverio en parques zoológicos, para tal fin, lo más importante es que en el momento de la captura, el animal se mantenga vivo y sano, motivo por el cual se comenzó a desarrollar técnicas y mecanismos de sujeción y captura.
26, 28
Para el manejo, contención física y química así como para el traslado de carnívoros silvestres, es importante tomar en cuenta que cualquier actividad de manejo deberá contar con las autorizaciones requeridas por la Dirección General de Vida Silvestre (DGVS) y con la participación obligada de un Médico Veterinario especialista en Fauna Silvestre, con experiencia en la captura, anestesia y manejo de carnívoros silvestres. 26, 28 A pesar de trabajar con animales que han sido mantenidos en cautiverio, se debe recordar que son animales silvestres que nunca perderán su instinto natural, por lo que es importante considerar las medidas de seguridad y contención para cada ejemplar. 26, 38
3.1 Medidas de seguridad.
Un animal puede presentar confianza para una persona, pero eso no significa que cualquier persona pueda acercarse igual, ya que la relación hombre animal es individualmente particular
Demostrar firmeza y seguridad en el manejo.
No permitir que gente sin experiencia realice cualquier actividad de contención.
Evitar el uso de la fuerza física con los animales, tener paciencia y procurar hacer uso de métodos indirectos como: cajas, trampas,
51
domadores ó redes. Recordar que el método más seguro para el manejador significará menos estrés para el animal. 26, 38 El conocimiento del comportamiento individual según la especie es de suma importancia ya que la mayoría de carnívoros poseen comportamientos individuales por especie. 38
3.2 Contención. Se entiende por contención a la inmovilización total o parcial de los animales para su manejo. La contención química de los animales salvajes, nerviosos o agresivos, siempre ha constituido riesgos tanto para los veterinarios, los manejadores de animales y los ejemplares, estos últimos pueden ser lastimados físicamente e incluso pueden llegar a morir, si no son manejados adecuadamente. Antes de intentar inmovilizar a cualquier animal salvaje o administrar una droga, la primera preocupación debe ser la seguridad del ser humano y la segunda asegurar la buena salud animal.
26, 38
La toma de decisiones sobre el tipo de anestésicos debe realizarse únicamente por personal capacitado (Médicos Veterinarios especialistas en Fauna Silvestre) y debe ser en función del tiempo que se pretende manejar y trasladar sedado al carnívoro, las condiciones generales en las que se encuentra el animal y considerando siempre el lugar de la captura, lugar donde se encuentre la jaula, así como el medio de transporte.
38, 48
Los requerimientos de una droga anestésica ideal, para anestesiar carnívoros son: Índice terapéutico ideal para compensar los errores de estimación de peso y la ausencia de valoración preanestésica del paciente. Alta concentración que permita una única aplicación con dardos. Tiempo rápido de inducción. Larga duración (según el procedimiento). Gran compatibilidad si se mezcla con otras drogas. Buen sedante, relajante muscular y calidad analgésica. Mínimos efectos colaterales locales y sistémicos. 52
Seguro para administrar por vía intramuscular mediante aplicadores remotos. Disponibilidad de antagonistas.
15, 28
La siguiente sección sobre contención química, tiene como finalidad recomendar el uso de una técnica estandarizada para la mayoría de los casos, ya que el protocolo descrito es considerado como una técnica de contención segura para estas especies y bajo condiciones regulares; sin embargo, podrá ser modificado por el Médico Veterinario que participe con base en su criterio clínico y cuando se presenten situaciones irregulares. 28 Es importante señalar que el manejo y la captura debe hacerse lo más apegado posible y de preferencia en las primeras horas de la mañana (cuando el sol aún no sale) o por la tarde (cuando el sol ya se esta metiendo). La temperatura debe ser la menor posible, ya que de lo contrario el animal puede presentar problemas graves como un choque térmico. 28, 38
3.3 Métodos de contención física. La captura de carnívoros podrá realizarse mediante el uso de lazos y cajas para trampa. Los lazos tienen la ventaja de ser baratos, fáciles de transportar y se pueden colocar prácticamente en cualquier área para tener mayor éxito de captura. El uso de lazos solo será manejado por personal capacitado y deberá ser muy riguroso en la revisión. 26, 62 Evitar colocar las trampas cerca de árboles, plantas o cualquier objeto que representen un peligro para los carnívoros, ya que en su esfuerzo por escapar pueden resultar seriamente lastimados. Los carnívoros pequeños tales como los zorros, mapaches o algunos lobos pueden contenerse utilizando un domador como parte del equipo de sujeción. 62 El uso de un bozal como el que se utiliza en la practica de pequeñas especies maximiza nuestra seguridad en el manejo. Los cachorros de felino s y los ejemplares jóvenes suelen permanecer inmóviles si se les sujeta por la piel del cuello, al igual que hacen las madres para transportarlos.
53
34, 62
Los felinos de tamaño pequeño o mediano pueden atraparse en una red. La malla debe de ser lo suficientemente fina para evitar que saque una garra o una pata a través de las oberturas. Puede utilizarse una jaula de contención en el caso de felinos de mayor tamaño. 40 Para el manejo de grandes carnívoros es necesaria la inmovilización química, sobre todo cuando se pretende realizar un procedimiento largo o complicado. 40
3.4 Métodos de contención química. Debido a que los carnívoros capturados con lazos por lo regular tienen libertad de movimiento, puede ser peligroso tanto para el ejemplar como para el personal si no se tiene la capacitación adecuada. Para realizar la contención química se puede usar una jeringa de extensión (telecisto) y cerbatanas.
72
La inyección o dardo (Figura 32) debe aplicarse en zonas donde los músculos son grandes, como en los muslos y los tríceps para evitar daños en tejidos internos suaves o huesos.
16, 38
Figura 32. Dardos para contención química. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2006)
3.5 Fármacos utilizados para la contención química. Los anestésicos sugeridos son: Una combinación de Ketamina-Xilacina o Tiletamina-Zolazepam por la vía intramuscular. Los agentes reversibles de anestesia son: Yohimbina para la Xilacina en caso de usar (Xilacina/ketamina). Para Tiletamina-Zolazepam no hay antagonista.
28, 62
3.5.1 Hidrocloruro de etorfina. El Hidrocloruro de etorfina es un derivado sintético de un alcaloide del opio. Es un narcótico 10.000 veces más potente que la morfina. Causa depresión respiratoria, reducción en la motilidad del tracto respiratorio y cambios en la conducta. La depresión o el estímulo del sistema nervioso central varían 54
dependiendo de la especie. La dosis es más variable de acuerdo a la especie que al peso del animal. El Hidrocloruro de etorfina es rápidamente absorbido desde cualquier lugar de inyección intramuscular. La anestesia se induce en 10 a 20 minutos. Posee la ventaja de ser reversible mediante la administración de su antagonista, (Hidrocloruro de diprenorfina). Los animales por lo general son capaces de incorporarse en cuestión de minutos. La desventaja principal es que es peligroso para los seres humanos. La dosis letal para un humano es de 0,1 ml, por lo que debe manipularse con mucho cuidado. 28, 34, 62 3.5.2 Carfentanil. Es un potente opioide sintético. Su efecto puede revertirse mediante la utilización de Hidrocloruro de diprenorfina u otro agente antagonista de narcóticos. Aunque resulta más caro que el Hidrocloruro de etorfina, el carfentanil requiere de un volumen menor. De igual manera debe ser manejado por personal capacitado, ya que también implica riesgos para la salud humana. 34, 62
3.5.3 Ketamina. Es un derivado de la fenciclidina. Es un agente disociativo, término que se originó en base a su actividad en humanos ya que causa que los pacientes se sientan disociados de su medio ambiente durante la inducción. La ketamina causa la interrupción funcional del sistema nervioso central y produce un estado cataléptico. 34, 62 Durante la anestesia con ketamina las pupilas permanecen dilatadas y puede observarse una expresión fija. El reflejo de deglución se conserva y con ello se reduce el riesgo de aspiración de líquidos o comida sólida. Puede administrarse por vía intramuscular, subcutánea o intravenosa. Hay que tener en cuenta que la solución quema al ser inyectada. La ketamina no produce una buena relajación muscular, lo que no supone ningún problema si se utiliza en combinación con un agente tranquilizante como la acepromacina. Puede provocar convulsiones en un pequeño número de felinos salvajes aunque éstas pueden controlarse con diacepam.
28, 34, 62
55
3.5.4 Tiletamina/Zolacepam. Esta combinación de un anestésico con un tranquilizante produce un mejor grado de relajación que la ketamina sola. Ha sido utilizado en carnívoros silvestres observándose mejor resultado en pequeños carnívoros. 62 3.5.5 Xilacina. Es un agente sedante. Tiene un marcado efecto depresor sobre el sistema cardiopulmonar y el tiempo de recuperación es de varias horas. Funciona bien en combinación con la ketamina. El hidrocloruro de doxapram puede contrarrestar algunos de los efectos de depresión respiratoria pero no es un antagonista específico. 62 La yohimbina es el agente utilizado para revertir el efecto de la xilacina. Es capaz de revertir la depresión cardiorespiratoria y del sistema nervioso central.62 3.5.6 Acepromacina. Potente tranquilizante que deprime el sistema nervioso central, produce relajación muscular, reduce la presión sanguínea y previene la emesis. Se utiliza en combinación con otros agentes debido a su efecto sedante. 28, 62 3.5.7 Diacepam. Es utilizado debido a sus efectos sedantes, tranquilizantes y anticonvulsivos. Puede administrarase oralmente, por vía endovenosa o intramuscular. Se utiliza clínicamente en el control de las convulsiones en carnívoros anestesiados con ketamina y para modificar el comportamiento.
56
28
Cuadro 2. Fármacos utilizados para inmovilización:
NOMBRE
NOMBRE
PRESENTACIÓN
COMERCIAL Etorfina
TIPO DE AGENTE
M-99; Wildlife
Frasco 20 ml, 1
Narcótico
Pharmaceuticals
mg/ml
Fentanil-
Innovar-vet;
Frasco de 20 ml;
Narcótico,
Droparidol
Pitman-Moore
0.4 mg/ml fentanil
tranquilizante
20 mg/ml droperidol
Carfentanil Ketamina
Wildnil, Wildlife
Frasco 10 ml; 3
Pharm.
mg/ml
Vetalar/Ketalar;
Frascos de 10 a 100
Park Davis
ml;
Ketaset; Bristol
Frasco de 10 ml; 100
Genérico; varios
mg/ml
Narcótico Cyclohexamina (disociativo)
laboratorios
Tiletamina-
Telazol; Aveco
Frasco 5 ml;
Zolazepam
Company
100mg/ml
Cloruro de
Sucostrin;
Frasco 10 ml; 100
Bloqueador
Succinilcolina
Squibb
mg/ml
neuromuscular
Cyclohexamina
Richard K. Stroud and William J. Forensic Investigational Techniques for Wildlife Law, Enforcement Investigations, 1996.
3.6 Cálculo de la dosis. Para cada droga tienen diferentes dosis para las diferentes especies, incluso hay variaciones en la dosis de la misma especie según el sexo, edad, estado fisiológico, la época del año y hora del día. No se debe jugar a memorizar las dosis, es preferible contar con referencias escritas con las dosis recomendadas y realizar cálculos cuidadosos por escrito que se deben verificar antes de aplicarlas. 23, 62 El cálculo de la dosis se basa generalmente en la relación miligramos de sustancia activa por kilogramo de peso del animal: mg x kg. 57
Si por ejemplo se quiere calcular la cantidad de la combinación Ketamina Xilacina para inmovilizar a un jaguar de 60 kg de peso: Se sabe que usando esta combinación la dosis de Ketamina para un jaguar el de: 4 mg / kg mas 2 mg / kg de Xilacina.23 En este caso primero se calcula la cantidad del componente primario: Ketamina: 4 mg/kg Peso del Jaguar: 60 kg 4 X 60 =240 mg de Ketamina Xilacina: 2 mg/kg Peso del Jaguar: 60 kg 2 X 60 = 120 mg de Xilacina. Según el cálculo anterior, la cantidad de droga a aplicarse es: 240 mg de Ketamina más 120 mg de Xilacina, ahora corresponde saber que volumen del medicamento se va a aplicar. 23 La concentración de los medicamento se expresa generalmente en miligramos por mililitro (mg/ml), en miligramos por 100 mililitros (mg/100ml) o en porcentaje (%). La concentración en porcentaje representa la cantidad de gramos de la sustancia activa por cada 100 mililitros de producto comercial: por ejemplo en un producto al 10% tendremos: 10 gramos (g) en 100 mililitros = 10,000mg en 100 ml = 100mg en 1 ml. 23 En nuestro ejemplo, la Ketamina se presenta comercialmente en concentraciones del 10% lo que significa que tiene 100 mg en 1 ml si necesitamos 240 mg de Ketamina usaremos 2.4 ml del producto comercial. 23 La Xilacina se consigue en presentaciones del 2% o del 10 %. Si usamos la presentación nacional de 2% necesitaremos 6 ml. pero si usamos la presentación (importada) al 10% solo necesitaremos 1.2 ml. 23, 34
58
En conclusión: para sujetar un Jaguar de 60 Kg con Ketamina -Xilacina se requiere mezclar en un dardo 2.4 ml de Ketamina al 10% mas 1.2 ml de Xilacina al 10%. 23 Cuadro 3. Dosis recomendadas de fármacos para lograr la inmovilización química de algunos pequeños mamíferos:
ESPECIE
KETAMINA XILACINA TILETAMINA/ZOLAZEPAM
Zorro Rojo
22-23
6.6-11
( Vulpes vulpes)
mg/kg
mg/kg
Zorro Gris
11-18
6.6-11
(Urocyon
mg/kg
mg/kg
Coyote
11-33
4.4-11
(Canis latrans)
mg/kg
mg/kg
Hurón
15-22
( Mustela putorius)
mg/kg
Mapache
11-33
(Procyon lotor )
mg/kg
4-8 mg/kg 8.8 mg/kg
cinereoargenteus)
11 mg/kg
2-9 mg/kg
Richard K. Stroud and William J. Forensic Investigational 1996.
3.7 Herramientas de contención química. 3.7.1 Inyección manual. La inyección manual puede utilizarse en animales que son fácilmente contenidos físicamente, o en conjunto con otras técnicas tales como redes, jaulas de contención, mangas de manejo o domadores. Debe utilizarse una aguja de gran calibre para depositar el medicamento rápidamente. 23 59
3.7.2 Vara de inyección/telecisto. Se trata de una vara modificada en uno de sus extremos para poder colocar una jeringa. Funciona como una extensión del brazo .23, 40 Las varas de inyección obtenibles comercialmente tienen una barrera protectora que evita que se rompa la aguja. Es necesario un movimiento brusco de empuje del animal para administrar el fármaco. La desventaja de este método es que la mayoría de los animales se mueven rápidamente y que pueden intentar morder la vara antes de poder administrársele el medicamento. 23, 34
3.7.3 Dardos. Las culturas primitivas han utilizado variantes de la cerbatana y los dardos con drogas para la recolección de alimentos y la guerra durante siglos.
21, 23
El dardo para cerbatana es una jeringa de dos cámaras separadas por un émbolo (Figura 33). El fármaco es colocado dentro de una cámara y le inyecta aire a la otra. El aire inyectado es forzado a pasar alrededor del émbolo de la cámara posterior. El émbolo mismo se ve presionado contra la salida posterior de forma que sella la propia cámara. La aguja tiene el bisel en un lado y no en la punta y se sella esta salida con un pequeño anillo de plástico (Figura 34). En el momento del impacto el anillo es empujando hacia atrás y el medicamento se inyecta a presión. Una pequeña cola completa el dardo. 21, 23
Figura 33. Dardos para cerbatana. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Figura 34 Aguja para dardo. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Las agujas que se utilizan en los dardos son variadas, algunas de superficie lisa y otras con anillos o bárbulas. Las de anillo permiten que el dardo caiga por si solo después de la inyección y se utilizan para administrar medicamentos. Los dardos con agujas con bárbulas (o punta de arpón) deben de extraerse manualmente y solamente se utilizan para la inmovilización ya que puede recuperarse el dardo. 21, 23 60
Los dardos también pueden utilizarse con bombas de presión de pie y pistolas. En este caso la propulsión del dardo depende de un fuerte soplido en el tubo o de la aplicación de aire comprimido por una bomba de presión de pie disparado a través de una pistola. Los dardos tienen la ventaja de ser silenciosos y de causar un mínimo trauma al tejido. 23 Entre las desventajas se incluyen su corto alcance (13 metros), el fallo frecuente del equipo y su capacidad limitada (3 mm 3 es la carga máxima en caso de dardos de soplido. Existen dardos de 5 y 10 mm 3 pero requieren la bomba de pie y la pistola para desplazarlos.)
21, 23, 48
Existen dos tipos de sistemas de proyección de alta potencia para animales de zoológico y silvestres: la pistola de carga (Figura 35) y el rifle. 21, 40
Figura 35.Pistola para dardos. (Foto: Tomada de las memorias del curso de contención, Zoológico de Chapultepec, 2010)
El primer sistema utiliza dióxido de carbono (CO 2) para la propulsión de los dardos. La pistola tiene un alcance de 14 metros mientras que con el rifle pueden alcanzarse de forma certera hasta 30 metros. En estos casos el dardo está compuesto de un barril, una cola estabilizadora, en émbolo, un cartucho de carga y una aguja. Cuando el dardo da sobre el blanco, la presión sobre la base de la aguja provoca que una pequeña pieza de plomo avance contra un resorte. La punta afilada de esta pieza de plomo rompe el sello de la carga, lo cual la hace estallar, y ello impulsa el émbolo que desplaza al líquido hacia adelante. 21, 23 El segundo sistema consiste en un rifle proyector de muy largo alcance con un adaptador de calibre 22 (Figura 36). Tiene un alcance efectivo de 10 a 70 metros. 61
Estas variaciones en el alcance se obtienen mediante el uso de diferentes potencias de carga dentro del adaptador de salvas.
21
Las ventajas de la pistola y el rifle de carga sobre los dardos de cerbatana son su mayor alcance y su mayor capacidad de carga. Las desventajas son el ruido y que producen un mayor traumatismo en la zona del impacto.
21, 23
Figura 36. Rifle para dardos. (Foto: Tomada de las memorias del curso de contención, Zoológico de Chapultepec, 2010)
La movilización exitosa de los animales requiere de habilidad. Cada animal y situación son diferentes y deben de considerarse muchos factores. Cada evento debe planearse cuidadosamente. Todo el personal que participa en la contención debería asistir a la sesión donde se elaborará el protocolo para el manejo. Cada persona debe de estar familiarizada con su papel en el proceso así como con las medidas de precaución que protegen tanto al animal como al personal. Las inmovilizaciones fallidas se deben a la falta de organización en el equipo, errores del operador o a condiciones ambientales adversas. 21, 23, 34, 40 Los impactos a alta velocidad pueden romper la base de la aguja. La carga puede fallar o la fuerza del impacto puede resultar insuficiente para hacer estallar la carga. La presión de CO 2 puede resultar insuficiente para la propulsión adecuada del dardo. La aguja de gran calibre puede obstruirse con tejido al penetrar en el animal, impidiendo que se descargue el medicamento. Si la jeringa no ha sido cargada adecuadamente, o si la cola está mal puesta, el dardo puede desviarse durante la trayectoria. El equipo debe de mantenerse adecuadamente para que funcione de forma correcta. 21, 40
62
El fallo más común del operario es errar el blanco por completo o fallar el sitio de inyección adecuado. Los sitios de inyección apropiados son las grandes masas musculares de la extremidad posterior,
la grupa, y
la región del
hombro.40, 21 Las drogas utilizadas en la contención no se ven absorbidas a la misma velocidad en todos los tejidos. La inyección en depósitos adiposos, fascias, nervios, en el tórax o en la piel pueden resultar en un periodo de inducción prolongado (Figura 37) o en la ausencia de un efecto adecuado. 40, 21 La inyección en un sitio inadecuado también puede llegar a lesionar un órgano interno en un ejemplar pequeño. Con un impacto suficientemente fuerte, el dardo es capaz de atravesar el animal por completo. Esto puede ocurrir si no se calcula correctamente la distancia. , 21, 23, 40
Figura 37. Felino anestesiado mediante el uso de dardos. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Aunque en algunos casos la persecución resulta inevitable, es mejor evitar disparar a un blanco móvil. Es importante que la aguja penetre perpendicularmente. Si el ángulo es demasiado agudo, el dardo puede no descargar o rebotar sobre el animal. Si la carga se coloca a la inversa, puede estallar prematuramente. El clima afecta la efectividad del equipo y la trayectoria de los dardos. El viento puede tener un efecto marcado, sobre todo en el caso de dardos ligeros. 68 El clima caluroso aumenta el alcance de los sistemas de gas al aumentar su presión, mientras que el clima frío lo reduce. 21, 68
63
3.8 Manejo durante la anestesia. En cuanto el animal se encuentre bajo el efecto del anestésico, deberá colocarse en posición decúbito lateral con el cuello estirado (no flexionado) y en caso de que se encuentre en terreno inclinado, la cabeza debe colocarse hacia abajo de forma que se evite la broncoaspiración en caso de regurgitación o vómito.68 El ejemplar deberá ser examinado por un Médico Veterinario experimentado y capacitado para conocer el estado de profundidad de la anestesia. 68 En base al protocolo de anestésicos que se haya utilizado, deberán aplicarse gotas y/o gel lubricante en los ojos, o bien se puede también mantener los ojos tapados por medio de una venda o paño, esto es con la finalidad de evitar la resequedad de la córnea e infecciones (Figura 38). 21, 68 Monitorear las constantes fisiológicas. Frecuencia cardiaca (rango normal entre 70-140/min). Frecuencia respiratoria (rango normal entre 8 –24/ min). Temperatura (rango normal entre 37-39.5°C).
68
Figura 38. Colocación de un paño para cubrir los ojos de un felino bajo anestesia. (Foto: tomada por el autor, 2010)
En todos los casos es muy importante revisar la temperatura del animal al inicio del procedimiento anestésico y durante todo el tiempo que dure el manejo, ya que algunos fármacos, la actividad física previa o las condiciones ambientales pueden provocar hipertermia. Es un enorme riesgo para la salud del animal una hipertermia de 40ºC dado que estando inconsciente el animal no puede regular 64
su temperatura, es una emergencia médica y debe bajarse la temperatura inmediatamente.38, 28 En cuanto se tenga acceso al animal anestesiado, se deberá contar con una vía endovenosa abierta y administrar solución salina fisiológica (SSF), con goteo lento (10-20 ml/kg IV). Esto permitirá contar con una vía endovenosa fácilmente accesible en caso de alguna complicación y facilitará una mejor eliminación del anestésico utilizado y una recuperación tranquila del animal. 26 Lavar y desinfectar heridas por pequeñas que sean y aplicar cicatrizante local. En caso de ser necesario y a juicio del Médico Veterinario responsable, administrar un antibiótico de amplio espectro y larga acción en caso de heridas. En caso de que al realizar el exámen físico se encuentren lesiones o padecimientos importantes (como pérdida de varias piezas dentales, heridas extensas o cualquier otra que así sea catalogada por el médico veterinario) que pongan en riesgo la supervivencia del ejemplar en condiciones silvestres se evaluará la conveniencia de transportarlo a cautiverio de manera temporal (en caso de que las lesiones puedan ser tratadas) o permanente. 28, 62
3.9 Controles de seguimiento para una contención química. 3.9.1 Manejo del animal anestesiado. Inmediatamente después de que el animal ha sido disparado con el dardo, se debe llevar un control de la respiración y el estado de conciencia del animal. Una vez que se tenga acceso al animal se deberá verificar la profundidad anestésica y cuando el animal permita un manejo seguro es importante evaluar inmediatamente la frecuencia respiratoria, cardiaca y temperatura del animal para asegurarse de que están dentro de los parámetros normales. El dardo debe de ser extraído del animal (evitar tocar la aguja) y debe de ponerse en un sitio seguro donde nadie pueda pincharse (lo mejor es tener a una persona tomando los parámetros fisiológicos mientras otra persona se encarga del dardo). 15, 21 No se debe tocar la parte del cuerpo del animal en donde se disparó el dardo. De esa forma se evita tener contacto con la droga, los residuos de la misma y 65
con la sangre. Las personas que tocarán al animal deberían utilizar guantes de latex, para evitar la transmisión de enfermedades infecciosa entre los manipuladores y los animales que se inmovilicen (especialmente si no hay agua corriente para lavarse las manos). 15, 21 Se puede aplicar solución de iodo tópico o un repelente de moscas en el sitio donde el dardo penetró la piel. Todo el equipo utilizado en un animal debe de ser desinfectado y esterilizado antes de trabajar con el próximo, de esta forma se previenen la diseminación de enfermedades e infecciones
15
3.9.2 Monitoreo de constantes fisiológicas. Durante todas las inmovilizaciones se deben tomar parámetros fisiológicos (Figura 39).
Si estos valores llegaran a estar fuera de los parámetros normales,
podría haber una potencial emergencia y la persona responsable debe de estar preparada/o para una respuesta adecuada. Los parámetros fisiológicos normales de temperatura, frecuencia cardíaca (pulso) y frecuencia respiratoria en un carnívoros silvestre son: Temperatura (T) 37-39.5°C (98.6 – 103.1°F), Frecuencia respiratoria (FR) 8-24 respiraciones/minuto, Frecuencia cardíaca (FC) 70-140 latidos/minuto. 15, 28
Figura 39. Toma de constantes fisiológicas. (Foto: cortesía dirección general de zoológicos, 2009)
La frecuencia cardiaca y respiratoria debe ser tomada cada 5 minutos y la temperatura cada 10 minutos. 28 Para monitorear la temperatura se debe usar un termómetro rectal, debe ser untado previamente con vaselina para su fácil inserción y así evitar daños a la mucosa rectal. Actualmente existen termómetros digitales, los cuales son los 66
más prácticos en condiciones de manejo. Usando uno de estos termómetros es fácil medir la temperatura cada 10 minutos. 26 Para monitorear la respiración en caso de no contar con estetoscopio, se debe observar la expansión del tórax, la respiración se cuenta viendo los movimientos torácicos del animal cuando inhala aire. 26, 28 La forma más fácil de establecer la frecuencia respiratoria es contando las respiraciones por minuto. Se puede contar los movimientos del tórax durante quince segundos y multiplicar ese número por cuatro. 28 Para monitorear la frecuencia cardiaca se debe auscultar el corazón con un estetoscopio colocándolo directamente sobre la parte lateral y craneal del tórax (debajo del codo) y contar los latidos por minuto, si no se cuenta con un estetoscopio, se puede ejercer presión digital (con los dedos) en la arteria femoral (esta arteria se encuentra en la cara interna de la pierna) al sentir el pulso se podrá determinar la frecuencia cardiaca.28, 38 Si es posible, también debe utilizarse un oximetro de pulso, ya que proporciona información más completa sobre la condición del animal durante el proceso anestésico (ventilación y saturación de oxígeno).
28
Los carnívoros que fueron inmovilizados con Tiletamina/Zolacepam o con ketamina generalmente tendrán un aumento en la salivación, ojos abiertos, rigidez muscular en todo el cuerpo (incluyendo la mandíbula), reflejos intactos (ej. el reflejo palpebral). Estos ejemplares deben mantener el reflejo de la tos y de la deglución, y no deben de tener temblores ni convulsiones.
28, 34
3.10 Toma de muestras biológicas. El siguiente cuadro describe el tipo de muestras y las pruebas diagnósticas de rutina en carnívoros en cautiverio. 28 (Cuadro 4)
67
Cuadro 4. Toma de muestras para laboratorio:
MUESTRA
COLECTA DE MUESTRA
PRUEBAS DE LABORATORIO
Sangre
1 Tubo vacutainer de
Biometría Hemática
1 ml con EDTA (tapón morado) Sangre
2 Tubos vacutainer de 8 ml con gel acelerador
Química sanguínea
de la coagulación
+
.Centrifugar y congelar suero
análisis tiroideo,
en tubos Ependorf de 1 ml
ELISA y/o PCR para
Pelo con raiz
Heces
diversas Tubo ependorf con alcohol al
enfermedades.
70%
DNA
Hisopo estéril en tubo de vidrio
Parásitos
con SSF/ refrigeración Heces
Hisopo bacteriológico/ congelado
AGID o PCR para micobacterias
Ectoparásitos
Tubo ependorf con
Identificación de
alcohol al 70%
Ectoparásitos
1 gota sangre
Leishmania/
Frotis
Anaplasma
J. and Fowler M. Chemical Immobilization of North American Wildlif, Wisconsin, 1982
68
3.11 Emergencias anestésicas más comunes. 3.11.1 Arresto o depresión respiratoria. Produce una hipoxia del tejido causada por una oxigenación inadecuada de la hemoglobina en la sangre. Probablemente sea la causa más común de emergencia en inmovilizaciones de campo.
61
Diagnóstico: 1) Un carnívoro que tiene pocas o ninguna respiración por minuto (menos de 4) (no hay expansión del tórax). 2) Las membranas mucosas del paladar se tornan de color azul o gris. 3) La saturación de oxígeno medida por el pulsoxímetro es menor del 80% (si hay un oxímetro de pulso). 61, 72 Durante una inmovilización de campo hay numerosas razones por las cuales puede haber una depresión respiratoria o arresto:
61
a) Puede ser inducida por el fármaco en uso, deprimiendo los centros respiratorios a nivel del sistema nervioso central. b) Puede haber obstrucción de las vías respiratorias por una mala posición de la cabeza o el cuello (debido a una excesiva salivación o regurgitación de ingesta estomacal, o debido a un edema laríngeo). c) Presión sobre el diafragma por el contenido intestinal. d) Una acumulación de dióxido de carbono (CO2) que altera la respiración normal. 61, 72 Tratamiento: 1. Evitar el pánico (esto es importante en todas las emergencias anestésicas) 2. No administrar más drogas anestésicas 3. Asegurarse de que la cabeza y el cuello estén en posición adecuada (extendida y que no haya ningún objeto haciendo compresión) de forma que el aire se pueda mover libremente a través de la tráquea y la boca. Asegúrese de que no haya vómito u objetos extraños bloqueando la tráquea. 61
69
4. Intubar inmediatamente si se dispone de una sonda endotraqueal (SET). Administrar oxígeno a través de la SET usando una bolsa respiratoria de emergencia o un tanque de oxígeno (O2). 61 5. Puede ocurrir que no se cuente con una SET u oxígeno, entonces se deberá ejercer presión intermitentemente sobre el tórax tratando de mover aire a través de los pulmones. Un carnívoro en estas circunstancias ya debe estar en decúbito lateral. Presionar el tórax a intervalos regulares (ejercer presión por un segundo, luego esperar otro segundo y así sucesivamente). 16, 61 6. Administrar 1-2 mg/kg de Doxapram endovenoso (o aplicarlo en el músculo de la lengua si no es capaz de encontrar una vena rápidamente). Esa dosis es aproximadamente 80-160 mg (4-8 ml) para un jaguar adulto que pese unos 80 kg Nota: Doxapram puede causar que el carnívoro se despierte, especialmente si ha sido anestesiado con Tiletamina-Zolazepam. Si se escoge esta droga como un estimulante respiratorio, debe de considerar la seguridad del personal. Algunos veterinarios anestesiólogos ya no recomiendan esta droga. Si el arresto respiratorio no se ha podido corregir con los pasos 1 a 5, se recomienda el uso de doxapram para tratar de resucitar al animal. Si el usuario debe de inyectar la droga en la lengua, debe tener mucho cuidado de no causar daño en la cavidad oral. 16, 61,29 7. Administrar un antagonista apropiado (Yohimbina o Atipamezole). Sin embargo, es recomendable que esto se haga con mucho cuidado. El antagonista revertirá el efecto de una de las drogas usadas (el ejemplar podrá estar semi anestesiado y podrá ser muy difícil manipularlo después de que se haya inyectado el antagonista). 16, 61 3.11.2 Arresto/paro cardíaco. Usualmente ocurre después del paro respiratorio. Se define como la pérdida de la función cardíaca efectiva, disminuyendo o parando la circulación de sangre. Esta es la emergencia anestésica más seria que puede ocurrir durante una inmovilización en el campo. 61, 72
70
Diagnóstico: 1) Un pulso o latido cardíaco débil o ausente 2) Membranas mucosas cianóticas (azules o grises, observar las encías) 3) Perfusión capilar pobre. Se evalúa ejerciendo presión sobre la mucosa de las encías hasta que éstas se tornen pálidas. Se quita la presión y se cuenta el número de segundos que las mucosas tardan en adquirir su color normal (el tiempo de llenado capilar debe ser menor de 2 segundos). 72 4) Pupilas dilatadas. 5) Extremidades frías.61 Causas: 1) Inducidas por la droga usada. 2) Paro respiratorio que produce hipoxia. 3) Desbalance en el equilibrio ácido-básico de un organismo. 61, 72 Tratamiento: 1. No administrar ninguna droga anestésica adicional. 2. Asegurarse de que el animal puede respirar antes de empezar a hacer ningún masaje cardíaco. 3. Comenzar un masaje cardíaco externo. El ejemplar ya debe de estar en recumbencia lateral. Aplicar presión firme sobre el corazón. Hacer períodos de 60- 100 ciclos/minuto. 16, 72 Si se contara con un asistente a su disposición, él deberá palpar la arteria femoral para asegurarse de que suficiente presión está siendo aplicada para movilizar la sangre cuando se aplican los masajes cardíacos. 72 4. Administrar 0.02 mg/kg de una solución de epinefrina 1:1.000 (1.0 mg/ml) endovenosa o intracardíaca y continuar con el masaje externo. Esta dosis es aproximadamente 1.6 mg (1.6 ml) para un carnívoro adulto que pese unos 80 kg. Sólo un veterinario deberá dar una inyección intracardíaca. 16, 72 5. Administrar 20 ml/kg de solución de ringer lactato preferiblemente fresca por vía endovenosa en bolos (un bolo es una sola inyección rápida). 72 6. Si no hay respuesta, repetir el paso 4 a intervalos de 5 minutos, indefinidamente.72 71
3.11.3 Hipertermia. Se define como un aumento de la temperatura en donde la demanda de oxígeno es mayor que el suministro, debido a un aumento en el metabolismo.
72
Diagnostico: Se diagnostica obteniendo la temperatura del ejemplar mediante el uso de un termómetro rectal. Una temperatura mayor de 41° C (105.8° F) debe ser considerada una emergencia grave. 16, 72 Causas: 1) Producción de calor interno por ejercicio excesivo. 2) Absorción de calor externo (si se hace la inmovilización al sol). 3) Compromiso del centro termoregulatorio debido a los fármacos. 4) Comportamiento termoregulatorio inhibido por la anestesia. 23, 72 Tratamiento: 1. Asegúrese que el ejemplar está en la sombra 2. Usar compresas frías (bolsas de hielo portátiles), que pueden ser colocadas en la ingle y sobre el cuerpo. 72 3. Mojar el cuerpo con agua fría y/o colocar alcohol en las extremidades delanteras, traseras, las ingles y las axilas.
72
4. Administrar un enema de agua fría si dispone de los implementos necesarios. 72 5. Administrar 20 ml/kg de solución de ringer lactato preferiblemente fresca por vía endovenosa en bolos (un bolo es una sola inyección rápida).
72
6. Medirla temperatura cada 5-10 minutos para determinar si está disminuyendo. Continuar mojando al animal si la temperatura sigue alta. 72 7. Administrar el antagonista endovenoso (o IM, si no puede canalizar una vena). 72 Hacer esto con cuidado. El antagonista revertirá el efecto de una de las drogas usadas (el ejemplar podrá estar semi anestesiado y podrá ser muy difícil manipularlo después que se haya inyectado el antagonista).
72
61, 72
8. Si se piensa que la hipertermia es causada por la rigidez muscular y un plano superficial de anestesia, se puede administrar diazepam a una dosis de 5 – 10 mg/jaguar como dosis total Debe ser administrada lentamente por vía
endovenosa, para reducir la actividad muscular. 23, 72 3.11.4 Vómito y su aspiración. El vómito se define como la eyección de contenido estomacal a través del esófago a la cavidad oral. Puede ocurrir que durante la inspiración el material sea aspirado, llenando las vías respiratorias. El diagnóstico de la aspiración del vómito no es siempre fácil. 21, 72 Signos clínicos que sugieren aspiración: 1) Mucosas cianóticas (especialmente las de la encía). 2) Tos y asfixia. 3) Murmullos durante la respiración. 4) Presencia de material en la laringe y en la tráquea. 5) Arresto respiratorio. 16, 72 Causas: -
vómito inducido por el uso de los anestésicos.
-
tensión de la captura.
-
excitación y posición de la cabeza (más abajo que el estómago). 72
Tratamiento: 1. No administrar ningún agente anestésico adicional 2. Mantener las vías respiratorias sin ninguna obstrucción superior 3. Si se sabe que la región de la laringe está obstruida irreversiblemente con el vómito, se puede intentar realizar una traqueotomía. Se perfora la parte distal de la tráquea para permitir el pasaje de oxígeno (ésto solo debe ser realizado por un veterinario/a que este familiarizado/a con la intervención quirúrgica). 16, 72 4. Administrar antibióticos de larga duración (ej. penicilina G benzatínica 40.000 UI/kg por vía intramuscular). 16 73
La aspiración del vómito es una condición que puede poner en peligro la vida del animal. Produce bloqueo de las vías respiratorias y asfixia. Los efectos de una aspiración pueden hacerse crónicos (como el desarrollo de una neumonía por aspiración, que también pone en peligro la vida del animal). 72 3.11.5 Choque. Se define como una perfusión sanguínea inefectiva de los tejidos que produce hipoxia celular.72 Diagnóstico: 1) ritmo cardíaco rápido (taquicardia) y débil. 2) Aumento en el tiempo de perfusión capilar. 3) Hiperventilación. 4) Depresión del sistema nervioso en animales que no están anestesiados. 21, 72 Causas que producen shock pueden ser: ejercicio físico prolongado, prolongada tensión fisiológica; prolongada tensión psíquica;
hemorragia
severa.21, 72 Tratamiento: 1. No administrar ningún agente anestésico adicional. 2. Administrar 4 mg/kg de dexametasona por vía endovenosa . 3. Administrar 30 ml/kg de una solución de ringer lactato por vía endovenosa. 21 3.11.6 Convulsiones. Se definen como disturbios de la función cerebral, caracterizados por contracciones violentas e involuntarias (o series de contracciones) de los músculos voluntarios. 16, 21 Diagnóstico: 1) Espasmos incontrolados de todo el cuerpo o músculos. 2) Rigidez y extensión de las extremidades. 21
74
Causas: Inducción de convulsiones debido a drogas anestésicas (Ketamina y Tiletamina); trauma, e hipoglicemia. 21 Tratamiento: 1. Administre 10 mg de diazepam por vía endovenosa lentamente por un período de 10-15 segundos.21 2. Repetir el tratamiento anterior si no se observa mejoría. 3. Tomar la temperatura corporal y determinar si hay hipertermia secundaria resultado de la actividad muscular convulsiva. 21, 23 3.11.7 Heridas. Muchas veces se encuentran asociadas a la zona de impacto del dardo, heridas ocasionadas por las trampas o la persecución (es necesario estar atento a las heridas dentro de la boca, especialmente dientes caninos partidos).16, 72 Diagnóstico: Se basa en signos clínicos. La severidad de la herida determinará la modalidad de tratamiento a emplear. 72 1) Hacer un examen físico para evaluar laceraciones y lesiones traumáticas. 2) Examinar la cavidad oral para cerciorarse de que ningún canino esté partido.72 Tratamiento: 1. Limpieza de la herida con Iodo povidona o una solución al 2% de clorhexidina. Si no se tiene ninguna de las dos a su disposición, se puede usar agua con jabón. 2. Si se encuentra que hay tejido necrosado, se debe limpiar la herida del tejido necrótico y proceder al punto 1. 3. Solamente suturar las heridas que son recientes (ej. Aquéllas causadas por el dardo) o que tengan una tendencia a abrirse más. 75
4. Untar cada herida con antibiótico y repelente de moscas tópico. 5. Administrar antibióticos de larga duración por vía intramuscular (por ejemplo Penicilina G benzatínica 40.000 UI/kg) 6. Administrar Ivermectina 200 mcg/kg por vía subcutánea (para evitar el desarrollo de larvas de moscas en las heridas). 16, 21, 72 Tratamiento de dientes fracturados: Es imperativo que un diente fracturado (ocurre con frecuencia que un canino se parta durante una captura e inmovilización) sea reparado para minimizar el dolor y la infección asociada con este accidente. Productos que contengan hidróxido de calcio pueden ser usados para proteger la pulpa, y tapar la cavidad dental expuesta. 72 3.11.8 Deshidratación. Se define como una reducción de los fluidos corporales, frecuentemente asociada con las inmovilizaciones.
16, 72
Diagnóstico: Un pulso débil, membranas mucosas secas, la elasticidad de la piel se pierde, los pliegues permanecen más tiempo de lo adecuado y depresión del sistema nervioso en animales que no están anestesiados.
72
Causas: Disminución en la ingesta de agua, hipertermia y pérdida de fluidos crónica (ej. diarrea, poliuria, vómito).72 Tratamiento: 1. No administrar ninguna droga anestésica adicional. 2. Administrar una solución de ringer lactato a una dosis de 20 ml/kg preferiblemente por vía endovenosa. Si no puede canalizar una vena, se puede usar la vía subcutánea como segunda alternativa. Lo ideal sería calcular el volumen de fluido que necesita el animal basado en el nivel de deshidratación que presenta. 16, 72 76
El nivel de deshidratación se evalúa de la siguiente manera: un animal tiene un 5% de deshidratacion si presenta membranas mucosas secas, y falta de plegabilidad de la piel; un animal tiene un 8% de deshidratación si presenta membranas mucosas rojas y secas y un pliegue persistente cuando se pellizca. 16, 21
3.11.9 Miopatía de captura. Se define como una alteración metabólica compleja que causa un desbalance electrolítico ácido-básico hiperagudo. Este desbalance produce necrosis del músculo cardíaco y de los músculos estriados. Rara vez ocurre en carnívoros. 29 Diagnóstico: - Ataxia (caminar anormal) y debilidad - Paresia y Parálisis - Orina de color marrón - Muerte Causas: Ejercicio físico, estrés fisiológico y psicológico prolongado. 21, 29 Tratamiento: Generalmente es insatisfactorio, por lo que la base del tratamiento es la prevención. -
Minimizar el estrés que pueda producirse en cualquier captura.
-
Administrar 5 meq/kg de bicarbonato de sodio por via endovenosa.
-
Administrar 30 ml/kg de solución de ringer lactato por vía endovenosa.21, 29
La miopatía por captura puede ser prevenida reduciendo el estrés de la captura, miedo, y ejercicio. Limitar la persecución o el tiempo de inyectar el dardo a 2 minutos y abstenerse de proceder hasta las 24 horas. Llevar al mínimo la estimulación visual y auditiva, manipulación, y control del animal capturado o inmovilizado. Una dieta con vitamina E y selenio puede ser de utilidad para prevenir la miopatía por captura. 77
21, 28
Cuadro 5. Fármacos más comunes que se utilizan preventivamente para resolver emergencias durante inmovilizaciones:
FÁRMACO
DOSIS
Diazepam
0.1 mg/kg
Atropina
0.04 mg/kg
Doxapram
1.5 mg/kg
Dexametasona Epinefrina Bicarbonato de
2 mg/kg 0.02 mg/kg 1 mg/kg
sodio Solutiones
20 ml/kg
(Ringer) José M. Martín L. Manual básico de manipulación de fauna silvestre. Nicaragua, 2009.
78
CAPÍTULO 4. PRÁCTICA DE CAPTURA QUÍMICA EN PRIMATES. La primatología ha sido una de las ciencias que ha generado mayor interés en un esfuerzo por entender nuestro rápido proceso evolutivo dentro del reino animal, al igual que por comprender de manera objetiva las raíces de nuestro comportamiento. Los primates no humanos son especies silvestres que durante siglos el hombre las ha utilizado para cubrir necesidades de alimentación, medicina tradicional, decoración y animales de compañía. La crianza en cautiverio de especies silvestres ha ido en aumento de manera significativa en las últimas décadas, entre estas especies encontramos a los primates no humanos. 7, 45 Aunque no podemos considerar a los primates como mascotas propiamente dichas, la demanda de alguna de estas especies (marmosetas, mono araña, mono aullador, mono ardilla, mono capuchino) han alcanzado tal interés en el mercado que no es raro que sean presentadas al Medico Veterinario en busca de orientación y tratamientos. 7, 49 Los requerimientos nutricionales, de manejo, así como sus necesidades psicológicas y susceptibilidad enfermedades varían de manera importante de una especie a otra, por ello que el Médico Veterinario debe contar con un mínimo de conocimientos y experiencias antes de decidir el tratamiento de alguna de ellas. Es importante mencionar que muchas de estas especies se encuentran amenazadas en su lugar de origen y por lo tanto están reguladas por la Ley General de Vida Silvestre y la NOM-059-SEMARNAT-2010, tanto a nivel nacional como internacional.
45, 63
4.1 Definición. Los primates son mamíferos placentarios, su cerebro presenta siempre un lóbulo posterior, orbitas oculares rodeadas de hueso, cuentan con un ciego bien definido y presentan dos glándulas mamarias pectorales. Los primates cuentan con buena agudeza visual, la mayoría presentan conos y bastones por lo que pueden distinguir colores. Presentan buena capacidad olfatoria (moderada en comparación con los carnívoros). 79
Las dimensiones y peso de los primates varían significativamente entre especies que van de menos de 200 gramos en las marmosetas pigmea a un gorila en cautiverio que puede llegar a los 200-250kg.
7, 45
4.2 Características generales de los primates. Son gregarios, presentan una compleja estructura social (Figura 40), con excepción de los orangutanes y prosimios nocturnos que presentan un comportamiento solitario. La mayoría son arborícolas. Para su comunicación emplean vocalizaciones, gestos, pilo-erección, miradas de amenaza y secreciones glandulares (esta última sobre todo en los prosimios y primates del nuevo mundo).7, 49
Figura 40. Grupo de primates en cautiverio. (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Algunas de las especies mas evolucionadas como el chimpancé ha desarrollado la capacidad de transmitir conocimientos aprendidos a lo largo de su vida de una generación a otra por medio de la observación directa, cambiando así el concepto que se tenia que la cultura es una característica del ser humano. 7
4.3 Conservación. Los primates habitan mas de 90 países en América, Asia y África pero su conservación se ha visto afectada debido a la adquisición de ejemplares para la industria farmacéutica, investigación biomédica, (polio, hepatitis, SIDA, paludismo) y comercio ilegal. 45 Es por ello que ahora podemos encontrar especies de primates en parques zoológicos con el objetivo de mantener y conservar la especie. 80
45
En México, las especies que se mantienen mas frecuente en condiciones de cautiverio fuera de los zoológicos, circos y centros de investigación son las siguientes: saraguato o mono aullador de manto ( Alouatta palliata), saraguato o mono aullador negro ( Alouatta pigra), mono araña ( Ateles geoffroyi ), mono ardilla ( Saimire sciureus), mono capuchino cara blanca ( Cebus olivaceus), mono capuchino cara café ( Cebus apella), mono capuchino garganta blanca (Cebus capacinus), marmoseta orejas de algodón ( Callithris jacchus), marmoseta orejas de pincel ( Callithrix penicillata) y tamarin de manos rojas (Saguinus midas).45, 49 De estas diez especies, solo el mono aullador y el mono araña existen en el territorio nacional. La NOM-059-SEMARNAT-2010, establece que tanto el mono araña como las dos especies de mono aullador se encuentran en peligro de extinción, por lo tanto están protegidas y su comercialización es ilegal. 7, 63 Los primates aprenden rápidamente por observación, es importante tener cuidado con las medidas de seguridad, como es el abrir y cerrar candados, puertas, ventanas, seguros, etc. Debido a su desarrollo evolutivo, este orden llega a presentar fácilmente problemas de comportamiento (conductas estereotipadas) en cautiverio si su medio es austero y poco interesante. El aislamiento y la falta de estímulos ambientales dentro de un albergue son las dos principales causas de patologías psicológicas. Estas se ven reflejadas en la automutilación, coprofagia, regurgitación, ingestión de orina, lamido de jaulas, caminar en círculos, saltos constantes. Es necesario conocer la historia natural de la especie y su origen (zoológico, mascota, vida libre) para adaptar el albergue de acuerdo a las necesidades de cada individuo y del grupo. 45, 49 Los primates son animales fuertes, inteligentes y curiosos. El material para la construcción de sus albergues debe ser resistente, no corrosivo, de fácil aseo y que permita un adecuado control de plagas. 7 (Figura 41)
81
Figura 41. Primate en albergue. (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
4.4 Fisiología. Es importante conocer que gran parte de los fármacos empleados en la anestesia experimental, se metabolizan en el hígado por mecanismos de inducción enzimática. La respiración de los primates es esencialmente abdominal, por lo que no se puede contar con la expansión de la caja torácica para valorar la efectividad de la misma. 7
4.5 Examen físico. Se debe realizar una exploración procedimiento
completa
del
animal
antes del
anestésico, fijándonos en el aspecto general, color de las
mucosas, ojos y oídos, no obstante, puesto que el simio es una especie difícil de examinar correctamente, parte de este examen se tendrá que hacer por mera observación. El animal debe ser activo, espabilado y ruidoso. 4, 7 Los
primates
son
especialmente
susceptibles
a
determinadas
enfermedades contagiosas e infecciosas, sobre todo de los aparatos digestivo y respiratorio. Esta predisposición infecciosa, debe tenerse en cuenta a la hora de programar un manejo .7, 10
4.6 Contención. La mayor parte de los primates son gregarios, el separar del grupo a un individuo sobre todo si es el macho o hembra dominante puede causar peleas dentro del mismo grupo, o el animal puede ser agredido al reintegrarlo. Entre menos tiempo de separación transcurra, se tendrán menos complicaciones. 82
7
Es indispensable que el animal se encuentre perfectamente recuperado antes de ser devuelto con su pareja o su grupo. 7, 10 Los primates reconocen y recuerdan fácilmente una experiencia de inmovilización sobre todo si se utilizo rifle o cerbatana, lo recordara el animal, una segunda captura se volverá más compleja y angustiosa. 10 La capacidad de contener a los primates físicamente dependerá de: La talla del animal a máximo 10-12 kg) Temperamento y conocimiento del individuo Tipo de instalaciones y material de captura Experiencia y seguridad del propietario o cuidador.
18, 10
Antes de realizar una contención ya sea física o química, el Médico Veterinario debe estar conciente del riego que implica el manejo tanto para el animal como para el manejador. La situación de estrés en un animal enfermo o debilitado puede ocasionarle la muerte con simplemente atraparlo o someterlo a una situación estresante en el que la combinación de tensión, enfermedad y el anestésico pueden comprometer la vida del individuo. 10 Debido al riesgo potencial de zoonosis, es necesario que durante todo manejo físico o químico el Médico Veterinario y ayudantes utilicen guantes de exploración, cubre bocas y en ciertas especies lentes de protección para evitar la transmisión de enfermedades por vía de la saliva, orina, sangre o aerosoles.7, 10
4.7 Manejo físico. Los primates por lo general son animales nerviosos que evitan el contacto con los humanos, incluso animales que han vivido algún tiempo con personas suelen tener reacciones de huida ante movimientos bruscos o súbitos de gente conocida, salvo los individuos neonatos, los demás se resisten a la manipulación huyendo en primera instancia o tornándose agresivos como reacción de defensa, por lo que los procedimientos que requieran de contacto físico deberán realizarse bajo sedación o inmovilización química, prefiriendo 83
para la captura métodos indirectos como el uso de jaulas. Si se requiere de manipulación, esta debe ser firme y segura, ya que la mordida es dolorosa, causando lesiones al manejador, pero de mayor consideración cuando se restringe a los animales de talla mediana y grande, o cuando se trabaja con grupos números, en cuyo caso el nivel de riesgo puede ser mayor, ya que las lesiones pueden ser mas serias. 7, 18, 80 Otra consideración importante es que sin manejo adecuado, los primates suelen lesionarse fácilmente debido a su tamaño y la intensidad de sus ataques, resultando ocasionalmente en perdida o ruptura de piezas dentarias, fracturas óseas (particularmente los huesos de los brazos, piernas, dedos y cola), laceraciones y traumas externos múltiples. 18, 80 Para la captura física, se recomienda el uso de métodos indirectos, a través de jaulas y trampas, además del empleo de cajas con puestas de restricción procurando que la captura se realice en el menor tiempo posible. Se realiza una estimulación mostrando el alimento que le interese al animal y se coloca dentro de la jaula, una vez que el primate haya entrado a la jaula, se cierra la puerta en un movimiento rápido. 7, 80 (Figura 42)
Figura 42. Método indirecto de captura física. (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Cuando se intenta atrapar un animal dentro de un grupo, es aconsejable que alguien se encargue del primate a restringir, mientras otras personas evitan el ataque al manejador, el cual es dirigido principalmente por los miembros dominantes del grupo. Cuando se intenta capturar el grupo completo, es aconsejable empezar por los individuos de mayor jerarquía.
80
En el caso de mascotas, se sugiere que el propietario sujete al mono, siempre y cuando esté conciente del riesgo que esto implica y tenga seguridad en realizar el manejo. 18 84
Esto se facilita en monos tranquilos, enfermos o de talla chica, como las marmosetas y monos ardilla, en los que el dueño puede presentarlo para la revisión, inyección de algún sedante o anestésico. Otras especies de animales juveniles o adultos entre los 3 y 8 kg se pueden contener sin mucho problema utilizando redes con aro de aluminio y guantes gruesos de piel (Figura 43). Cuidadores de zoológicos con experiencia que conocen el temperamento de cada individuo llegan a contener primates de 12-15 kg con estos mismos métodos, pero debe remarcarse que el riesgo de recibir una mordida o rasguño es muy alto. 7, 10, 80 Primates que superan los 10 kg es recomendable el utilizar jaulas de contención o la inmovilización química por medio de un dardo. 80
1. 2. 3.
Aproximación a la captura sujetando la red con ambas manos Captura del primate en un movimiento rápido Levantamiento de la red.
Figura 43. Sujeción de primates de talla chica usando red de aro. (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
El uso de las redes con aro de metal en monos medianos llega a ser complicado y cansado, pues los animales se sujetaran a ella con cuatro miembros y la cola volviendo la captura prolongada y se corre el riesgo de llegar a golpear seriamente con el aro al animal lacerando la cabeza, cara y hocico. Durante la contención siempre deben estar dos personas como mínimo. De preferencia solo deben capturarse animales aislados. Si se llega a tomar la decisión de capturar al animal dentro de un grupo (lo cual no es recomendable), un segundo ayudante debe vigilar la espalda de la persona que lleva la red del posible ataque del resto de los miembros 10, 18, 80 Al atrapar un primate mediante una red una vez teniendo al mono dentro de ella, se procede a presionar al animal contra el suelo o la pared para poder sujetar el cuello y los brazos del animal a través de la red, tener cuidado de que 85
el animal no pueda girar la cabeza y alcanzarnos con sus dientes a través de la red antes de haberlo sujetado. Una ves inmovilizado la base del cuello, se llevan los brazos del animal hacia la espalda de manera que queden sus muñecas a la altura superior de la cadera (otra persona puede ayudar a realizar este paso), se sacan ambos brazos de la red procurando sujetar los dos brazos del mono por arriba de los codos y colocando uno de los dedos del manejador en medio de los dos brazos del mono para obtener mejor control. 10 En el caso de la contención física de primates pequeños, se debe utilizar guantes de piel delgados los cuales permitan un fácil movimiento de los dedos y al mismo tiempo permitan controlar nuestra presión sobre el cuerpo del animal. Los guantes deben ser lo suficientemente resistentes a los colmillos de los machos que son de mayor talla que los de las hembras.
7, 10
Se coloca la mano rodeando la espalda de manera que los dedos queden sobre su pecho, el tronco debe quedar entre el pulgar y el resto de los dedos. El pulgar o el segundo dedo es colocado bajo la mandíbula para evitar que muerda.
7, 18, 10
(Figura 44)
Figura 44. Sujeción física de primates pequeños. (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
En el caso de primates de talla mediana como el mono araña o aullador, estos tenderán a enrollar su cola alrededor de nuestro brazo, lo cual no tiene mayor problema y dará mayor seguridad al mono a menos de que esté sumamente nervioso y trate de agredirnos con la cola, pero mas que lesionar pondrá nervioso al manejador si no tiene suficiente experiencia. 7, 10 86
Una vez que se tiene seguro al individuo con los brazos en su espalda, se suelta el cuello y se utiliza la mano libre para sujetar las piernas, en este momento es práctico para algunas personas el sujetar la cola junto con las piernas.10 (Figura 45)
Figura 45. Sujeción de extremidades anteriores de un primate (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Una vez el animal sujeto, se puede realizar diversos procedimientos, tales como tomar temperatura, auscultación, inyección, muestra de sangre, evaluación de órganos, palpación, entre otros. 10
4.8 Constantes fisiológicas. La temperatura rectal en especies pequeñas va de 38.5 a 40ºC y en especies grandes por lo regular es de 38 °C.
45
La frecuencia cardiaca en especies chicas va de 165-240/min y en las medianas y grandes especies va de 95 a 112/min.
45
La frecuencia respiratoria en las especies pequeñas va de 20-50/min y en especies grandes va de 12 a 20/min. 45
4.9 Inyección remota. Se utilizan cerbatanas, rifles, pistolas. En primates lo más utilizado es la cerbatana pues los dos últimos métodos causan mayor grado de traumatismo al impacto del dardo. El rifle y la pistola solo se recomiendan para medianas y grandes especies. El disparo debe realizarse a nivel de los muslos, hombros y piernas, la zona muscular que rodea las escapulas es otra buena opción. 18 87
Las marmosetas así como otras especies pequeñas o crías se deben contener físicamente y posteriormente ser inyectadas manualmente a nivel de los muslos. 18, 80
4.10 Contención química. Se utiliza ampliamente como el mejor método para el manejo de primates debido a que permite una manipulación más cómoda, realizar procedimientos médicos con mayor facilidad y disminuir los factores que causan estrés. 80 Muchos autores recomiendan que los primates de más de 10 kg sólo sean manejados bajo tranquilización o anestesia general para evitar accidentes. 80 Algunos monos del viejo mundo como el mandril y macaco japonés presentan sacos a nivel de los cachetes para almacenar comida, si existe alimento durante la inmovilización química esto puede provocar la aspiración del material.10, 80 Los gibones, siamang y los simios presentan sacos guturales laríngeos los cuales se extienden ventralmente desde la laringe, estos pueden llegar a complicar la intubación endotraqueal para la anestesia de primates. Si se encuentran infectados pueden ocasionar la bronco aspiración, o pueden inferir con la inhalación del anestésico.
7, 80
Algunas especies de primates folívoros como el langur y monos colobos presentan el estómago dividido en compartimientos lo cual puede predisponer a una distensión y vómito al momento de la anestesia. 7, 80 Una vez bajo anestesia es recomendable colocar al paciente en recumbencia lateral con el fin de permitir un adecuado intercambio de aire (Figura 46). Especialmente en grandes simios se debe mantener el cuello extendido y las vías aéreas abiertas. Siempre que sea posible se debe canalizar al paciente e intubarlo. Para la intubación en especies pequeñas como marmosetas se pueden adaptar catéter de alimentación para humanos recién nacidos, catéter IV o catéter urinario a manera de tubo endotraqueal. 80
88
Figura 46. Posición de un primate bajo anestesia. (Foto: tomada de asociación veterinarios de vida silvestre, 2007)
Por lo regular en todas las especies de primates se tiene un efecto y respuesta muy similar a los anestésicos. Las especies pequeñas requieren de mayor dosis que las especies de mayor talla y peso. El temperamento, grado de estrés, y estado de salud influirán en el periodo de inducción, efecto, recuperación y complicación durante la anestesia.
7, 10
Dentro de los fármacos empleados con mayor frecuencia en primates no humanos tenemos:
4.10.1 Benzodiacepinas. Diazepam y zolacepam. El diazepam por lo regular se utiliza como preanestéico ansiolítico, sedativo, anticonvulsivo. Se combina con la ketamina para contrarrestar la falta de relajación muscular. 45 El zolacepam se presenta en combinaciones con la tiletamina. Los efectos se pueden revertir parcial o totalmente con flumazenil.45 Combinaciones: 1mg/kg diazepam +5 - 15 mg/kg de ketamina IM. 0.5 mg/kg diazepam + 10 - 20 mg/kg de ketamina IM. En chimpancés se utiliza el diazepam como preanestesico a una dosis de 0.5 mg/kg vía oral seguido de la inyección con ketamina 6 - 10 mg/kg IM.
24, 45
La atropina puede utilizarse a dosis de 0.02 - 0.07 mg/kg IM o IV para prevenir la salivación excesiva.24
89
4.10.2 Anestesia disociativa. Son los anestésicos utilizados con mayor frecuencia en primates. 24
4.10.3 Ketamina. Es uno de los fármacos más prácticos, económicos y seguros utilizados en primates no humanos. Sus inconvenientes son: llega a provocar convulsiones, su inyección es dolorosa, no brinda relajación muscular, tiene bajo grado de analgesia.24 Dosis general: de 5 a 20 mg/kg Primates medianos a grandes simios: 8-10mg/kg Primates pequeños: 20 mg/kg. Procedimientos cortos. Existen datos de anestesia reportados para mono capuchino usando ketamina de 4.8 mg/kg. 24
4.10.4 Combinación de ketamina/medetomina: 5 - 7 mg/kg de ketamina + 0.05 - 0.1 mg/kg de medetomina.
4.10.5 Tiletamina/zolacepam. Buena relajación muscular, no es dolorosa su inyección, su presentación es liofilizada pudiendo concentrarse en poco volumen de diluente. Es un anestésico con un margen alto de seguridad. La dosis general va de 2 a 10 mg/kg.24, 49 Primates grandes y medianos por lo regular es de 4 a 6 mg/kg. Dando buen resultado en chimpancés y gorilas. En especies medianas y grandes tiene el inconveniente de una recuperación prolongada. En mono aullador negro se han usado dosis de 2.2 a 3 mg/kg. 49 En gorilas y chimpancés, las dosis de 4mg/kg dan buenos resultados para procedimientos de 40 minutos.
49
90
Cuadro 6. Dosis recomendadas para primates:
ESPECIE
TILETAMINA/ZOLAZEPAM
KETAMINA (mg/kg)
(mg/kg) IM
IM
Mono aullador
2.8 – 4.4
8 – 10
Mono araña
2.2 – 8.8
8 – 10
Marmoseta
7 – 8
10-15 + mg/kg xilacina
Mono capuchino
2.8 – 7.2
5 + 1 mg/kg xilacina
Mono ardilla
4.4 – 6.6
12 - 15
Flecknell P. Anestecia y reanimación de primates. Franc. XI, Editorial Comunidades Europeas, London.1970.
4.10.6 Alfa 2 agonistas. 4.10.7 xilacina: Se usa a dosis de 0.5 – 2mg/kg IM cuando se combina con ketamina, ambas por vía IM. Cuando se emplea por vía IV la dosis individual de ketamina no suele superar los 5mg/kg y 0.5mg/kg para xilacina, salvo que se requiera de mantenimiento para un proceso quirúrgico. Dosis de xilacina/ketamina: 10 mg/kg de xilacina + 0.5 mg/kg de ketamina (esta combinación es poco usada). La xilacina puede revertirse con yohimbina a 0.125 - 0.2 mg/kg. IM. 24, 49 4.10.8 Medetomidina: Por lo general se combinan con ketamina. Produce buena relajación muscular, puede causar depresión respiratoria sobre todo en animales enfermos o deprimidos, puede provocar vómito. 45 La combinación de medetomidina/xilacina tiene la ventaja que se puede revertir con atipamezol a dosis de 0.15 - 0.3 mg/kg, media dosis IM y media dosis IV, o dosis completa vía IM.45 Dosis de medetomidina/ketamina: Marmosetas: 0.10 - 0.15 mg/kg de medetomidina + 5-7 mg/kg de ketamina IM. Simios: 0.03 - 0.04 mg/kg de medetomidina + 3 – 4 mg/kg de ketamina IM. 45 91
En un estudio de mono aullador rojo en vida libre se utilizó una dosis de 0.15 mg/kg de medetomidina con 4 mg/kg de ketamina con buenos resultados. Como antagonista se utilizo atipamezol 5 veces la dosis de medetomidina. 45, 49 En gorilas y chimpancés en condiciones de cautiverio se ha utilizado la medetomidina a dosis de 0.075mg/kg a través de la absorción de la mucosa oral seguida de la inyección IM de ketamina 3 – 4 mg/kg. 45 Medetomidina vía oral: El utilizar la medetomidina como preanestésico en animales acostumbrados al manejo y de temperamento tranquilo, nos da la oportunidad de realizar evaluación física, de inyectar un anestésico manualmente o de utilizar la cerbatana generando menos estrés en el animal. Se ha visto que el efecto inicial de la medetomidina oral esta influenciado directamente por el grado de excitación en que el animal se encuentre al ser ofrecido el medicamento (lo mejor es que el cuidador o propietario ofrezca el fármaco) y al tiempo que se mantiene la droga en contacto con la mucosa oral. 24, 45 Para su administración lo mejor es aplicar la medetomidina por goteo por medio de una jeringa sin aguja en el labio inferior a través de la jaula. Si no es aceptada, se puede utilizar la miel, crema de avellana y chocolate o crema de cacahuate para diluir el medicamento. El objetivo es que el fármaco este en contacto con la mucosa oral durante el mayor tiempo posible para que sea absorbido antes de pasar al estómago, donde los jugos gástricos inactivarán en gran medida los efectos del fármaco. La medetomidina tiene un sabor menos desagradable que la ketamina (tanto en su forma líquida como en polvo) por lo que a los animales llegan a ingerirlos con menor problema. Los efectos son vistos a los 30-40 minutos después de la administración.
45, 49
Si después de 50 minutos no se ve un efecto, es poco probable que el animal quede sedado y se tendrá que recurrir a otra técnica. El primer signo que aparece es la caída del labio inferior y el cierre parcial de los parpados. 45
92
4.10.9 Propofol. Dosis de 1-2 mg/kg en bolo IV. Otros autores reportan bolos a una dosis de 210mg/kg después de la inmovilización con ketamina o una infusión constante de 0.3 - 0.4mg/kg/min.24
4.11 Anestesia inhalada. El isofluorano y halotano son los agentes anestésicos de uso mas frecuente en medicina veterinaria. De estos dos el isofluorano es el anestésico inhalado que se recomienda en primates ya que tiene una inducción suave, con mínimos efectos cardiacos y su costo es menor que el sevofluorano. En especies de primate pequeñas se pueden utilizar una cámara de acrílico para la inducción, o colocar la jaula dentro de una bolsa de plástico conectada al isofluorano.
24, 49
Se debe mantener un sistema abierto, empleando halotano a 0.5 – 1.5%, isofluorano a 0.5 – 1.5% o a sevofluorano 2 – 2.5% en combinación con oxigeno. Estos agentes se pueden emplear incluso para la inducción mediante mascara o campana a dosis de 1-3% para halotano e isofluorano y hasta 8% para sevofluorano. 45
4.12 Intubación. La bifurcación bronquial en primates se encuentra mas alta si se compara con carnívoros por lo que se debe tener cuidado al colocar la sonda endotraqueal para evitar entrar a un bronquio, sobre todo en grandes simios. 45 En lo referente a procedimientos. Hay que recordar que algunos principios anestésicos aplicados en el hombre pueden ser extrapolables a los primates. 45
4.13 Anestesia Local. Los anestésicos locales (procaína, lidocaína, hexilcaína) interfieren en la conducción de los impulsos a lo largo de un tronco nervioso, por lo que si se depositan en el nervio o cerca del nervio, dichos fármacos anulan sensibilidad en la región inervada.24
93
la
La anestesia local
no es recomendable, pues el animal puede moverse
durante la intervención; sólo deberemos emplearía si el animal ha sido sedado profundamente.45
4.14 Anestesia General. La anestesia general en los primates al igual que en el hombre, se asocia a una depresión del sistema activador reticular, y no hay duda de que la pérdida de conciencia y el sueno que producen las drogas correspondientes se deben a dicha depresión. El inconveniente de esta técnica radica, por un lado en que la recuperación depende de la capacidad del animal para redistribuir, metabolizar o excretar el agente anestésico, lo que adquiere importancia especial en animales enfermos o debilitados. 24, 49
4.15 Vías de administración.
Oral. No es recomendable por su dificultad de control, pero sí puede servir para la premedicación del animal. 24
Intramuscular. Tiene el mismo inconveniente que la anterior. Se puede aplicar en la parte lateral del muslo o en los músculos de la espalda (deltoides).24
Endovenosa. Es una técnica fácil pero puede ser de difícil abordaje si el animal no está previamente sedado. Requiere fármacos de rápida solubilidad. Las técnicas endovenosas perfusión continua o en bolo.
24
Las venas de mejor acceso son: 24 -vena radial, lejos de la flexura -vena femoral -vena safena -vena tarsal en la zona posterior de la pata. -vena mamaria externa en el animal no obeso. 94
se pueden administrar en
Los primates suelen mostrar pocas reacciones
a los procedimientos
quirúrgicos o a heridas traumáticas. No se observan signos obvios de dolor. Sin embargo, éstos pueden incluir:
24, 49
• Reducción del apetito y/o reducción del interés en alimentos especiales • Evitación de compañeros • Espulgamiento reducido o nulo • Mayor atención a los compañeros de jaula • Contorsiones del rostro, dientes apretados • Inquietud y agitación acompañados de gruñidos y gemidos • Automutilación • Agazaparse, presionar la cabeza, tocar, presionar o rascar la zona afectada,
proteger una extremidad, movimientos reducidos, agresividad aumentada o reducida hacia los cuidadores, y otros cambios conductuales. La elección del medicamento más apropiado queda en manos del veterinario. El veterinario debe proporcionar al personal de investigación las directrices y consejos acerca de la elección y el uso de estos medicamentos. Los relajantes musculares o drogas paralizantes no son anestésicos y no se deben usar solos para la restricción quirúrgica.
10, 49
Las sustancias paralizantes (curariformes) no se deben usar sin anestesia total. 10
95
CAPÍTULO 5. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN REPTILES. En el conocimiento general del cuidado y medicina aplicada a reptiles, tiene un enfoque diferente a la clínica que se realiza en pequeñas especies. Para el caso de los centros de recepción y rehabilitación de fauna silvestre es muy importante adquirir este conocimiento, por cuanto permite estimar mejor cual será el futuro de un reptil que llega a esas instalaciones.
53
La clase reptilia contiene cerca de 6500 especies, sólo algunas especies son extraídas del medio natural para ser usadas como mascotas. El clínico, sin embargo, debe estar preparado para recibir y tratar a cualquier especie. La diversidad dentro de la clase reptilia necesita de la descripción de generalidades y algunos aspectos específicos. El número de especies comúnmente encontradas en el mercado de mascotas y en las colecciones de zoológicos dicta un rango de conocimiento de la nutrición y varios sistemas de cuidado aplicables en los centros de rehabilitación de est os animales.
19, 53
Las características esenciales de todos los reptiles es que son ectotermos, en otras palabras, los reptiles dependen del calor medioambiental y se comportan para mantenerse en una Temperatura Corporal Preferida (TCP o PBT por sus siglas del inglés Preferred Body Temperature). La TCP varía con la especie, la edad, época del año y el día, es la temperatura con la que el metabolismo del animal es óptimo. LA TCP es diferente para los distintos procesos metabólicos; por ejemplo la TCP para la gametogénesis y reproducción es probablemente diferente de la TCP para la producción de leucocitos e inmunocompetencia. 19 La Zona de Temperatura Óptima Preferida (ZTOP o POTZ del inglés Preferred Optimum Temperature Zone) es el rango de temperatura que permite a los reptiles alcanzar la TCP, y por tanto, ésta debe ser provista a los animales durante hospitalización por el gradiente térmico en el vivario o terrario del centro. Es imperativo que desde el principio el clínico sepa que el comportamiento, fisiología, patología y respuesta a las terapias instauradas son afectadas significativamente por la temperatura en estos animales. 96
19, 55
Se comienza con la recepción del animal, proceso durante el cual se intentará averiguar la mayor cantidad de datos para que cuando el reptil ingrese al centro se tengan ya los detalles previos a la atención veterinaria, la historia clínica, una breve referencia, records de atención (si los ha habido antes), y cualquier otra información que sea de ayuda para evaluar al animal. Posteriormente, en la historia clínica se consignarán los datos agrupados en reseña, anamnesis y examen físico y luego se enlistan los problemas, diagnósticos diferenciales, planes diagnósticos y planes terapéuticos.
19, 55
En un apartado especial para la especie a tratar se realiza el exámen clínico, con los datos biológicos del animal. Es importante determinar la especie, edad, peso y tamaño y la temperatura cloacal, la cual en ciertas ocasiones es recomendable medirla. Las técnicas especiales utilizadas en la evaluación incluyen la restricción, transiluminación, auscultación, percusión, palpación, exámen de la cavidad bucal, comprobación del tono muscular y la inspección oftalmológica.
30, 55
Las técnicas alométricas en la evaluación clínica de reptiles incluyen ecuaciones que relacionan el peso y tamaño de los quelonios y la temperatura y pulso del reptil. 55 Existen además, técnicas y métodos complementarios para la determinación del sexo. Todos los animales de la familia Crocodylidae y algunos ofidios venenosos, están sometidos bajo unas reglas de manejo diferentes a otros animales silvestres o domésticos debido al peligro que implican, además el practicante deberá tener un equipo de manejo especial para este tipo de animales como se mencionó en el capítulo de captura y contención física.
97
30
5.1 Recibimiento del reptil. Cuando una persona o institución hace una llamada inicial, pide ayuda a quien le contesta sobre si allí se interesan o tienen experiencia en el manejo de reptiles; es aquí donde comienza el proceso de recepción del animal, puesto que esto permite hacer una apreciación sobre la urgencia del problema, si es que lo hay. Las especies pueden ser identificadas antes de llegar al centro. Si es posible, es importante conocer el nombre científico y común con la especie a tratar, esto para recordar o identificar requerimientos de manejo en cautiverio y la nutrición que se debe proporcionar. 55 En este punto, lo que concierne a la persona que llama es identificar los detalles que él provee para el manejo de ese o esos animales y, posteriormente emitir una serie de recomendaciones para que lo lleve a ser atendido; con ello, para cuando el animal arribe, se tendrán ya los detalles previos a la atención veterinaria, la historia clínica, una breve referencia, records de atención y cualquier otra información que sea de ayuda para evaluar al animal. 53, 55 Las clínicas en donde se atienden este tipo de pacientes usualmente son para animales de talla mediana a pequeña y así corresponden los espacios allí dispuestos, sin embargo, en ocasiones llegan animales como anacondas o crocodílidos que son de tamaño mayor (4 metros o más), lo que dificulta la evaluación dentro del recinto. Otro problema es tener diferentes especies, tales como aves o primates pequeños que puedan ver a estos animales, entrando en pánico ocasionalmente (cuando permanecen juntos por más de 20 a 30 minutos.). 55 Debe tenerse cuidado especial con animales que sean venenosos, porque peligran en este caso la seguridad y vida de todos los presentes, incluyendo el animal. El transporte de estos animales puede hacerse en guacales correspondientes a la talla del animal, o en cajas que permitan la entrada de aire para que el animal respire.
55
98
5.2 Historia clínica. El veterinario consigna todos los datos posibles sobre un animal, esto con el fin de tener una visión lo más completa posible sobre el mismo. En ésta se deben consignar datos agrupados como son: 19
5.2.1 Reseña. La Fecha de revisión Clínica, se debe dar un número de historia clínica con el que el animal será reconocido dentro del centro, es conveniente que el número o identificación lleve las siglas que representen al centro en donde se atiende a ese animal. Se anota el nombre científico y vernáculo de la especie en cuestión, el sexo y el método de sexado, la edad y el estado de desarrollo biológico (EDB). 19 A menudo, se encuentra que muchas especies son alojadas con otros reptiles no pertenecientes al mismo grupo taxonómico; estos datos deben recogerse en la historia médica. 19, 27 El recopilar una historia detallada puede ser de gran ayuda en este periodo de la consulta, pero además provee una base clínica importante para dar una lista tentativa de diagnósticos diferenciales examinando los cambios cualitativos, y cuando es posible cuantitativos, de la temperatura, luminosidad, humedad, condiciones del encierro, consumo de agua y alimento, heces, orina, uratos, ecdisis, y comportamiento. Los cambios específicos asociados con cría e hibernación son frecuentemente asociados con problemas de enfermedad, y por tanto, la pregunta sobre la atención prestada en estos casos es necesaria (pero también en muchos casos desconocida).
19, 55
Continuando con el procedimiento, posteriormente al exámen físico se consignan los datos o hallazgos anormales que han sido identificados en el animal, estos datos deben estar antecedidos por el numeral del sistema al que corresponde la anormalidad; el dato además debe dar una descripción concisa de la misma alteración. 99
Posteriormente se elabora una tabla en la que se enlistan: ♦
Problemas. Se anotan de manera priorizada los problemas (anormalidades)
que son importantes para la calidad de vida del animal o el objetivo de la rehabilitación. ♦
Diagnósticos Diferenciales. Se anotan posibles patologías, enfermedades o
causas de los problemas enlistados. ♦
Planes Diagnósticos. Son los planes que se ejecutarán para tratar de llegar a
un diagnóstico final o el más probable. ♦
Planes Terapéuticos. Son los planes o acciones a ejecutar en el animal y su
entorno para mejorar su calidad de vida, solucionar los problemas descritos y, mejorar las probabilidades de supervivencia. 19, 27
5.2.2 Datos sobre la especie. Es un registro donde se obtienen los datos biológicos de la especie en la que se realiza el exámen clínico, a continuación se mencionan algunos datos: - Nivel de Seguridad para el manejador, catalogado de acuerdo a: Familia a la que pertenece. EDB, temperamento, capacidad corporal de agresión, tamaño, grado de impronta y estado general (va de 1 a 4, siendo 1 extremadamente peligroso y 4 no peligroso). - Nivel trófico al que pertenece el animal: Se anota también el período del día de mayor actividad. - Tipo de alimentación: aquí se consigna además el tipo de alimentos que consume la especie en el medio natural. - Tipo de hábitat, distribución geográfica y grado de impronta: puede ser irreversible cuando el animal depende totalmente de las personas y se comporta como una mascota; medianamente reversible cuando no se comporta como una mascota pero su alimentación depende de las personas; reversible cuando conserva su capacidad de búsqueda de alimento y le teme a las personas.
100
- Estado de Conservación: que se da de acuerdo con las disposiciones del CITES (Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestre) y la reglamentación nacional.
63
Por último, en el documento también se deberá consignar si el animal ingresa o no a un período de aislamiento o cuarentena y el tiempo en que deberá estar en ella (comúnmente 30 días para reptiles). 19, 55, 63
5.2.3 Anamnesis. Describe la procedencia del animal, se debe incluir el tiempo que ha estado en ésta, la temperatura ambiental y la humedad relativa en ese lugar. Se consignan los nombres de otras especies con que el animal ha estado en contacto y las enfermedades que esos otros animales hayan podido presentar. Se anotan también las características del cautiverio, las características del tipo de transporte que debe incluir en qué elemento es o fue transportado el animal.19 Se describe también si el ejemplar ha estado anteriormente en períodos de aislamiento con fines sanitarios y por cuánto tiempo. La dieta suministrada en ese lugar, la frecuencia de alimentación y el consumo de la misma. Se anotan los signos de enfermedad y la duración de los mismos reportados por la persona que trae el animal, en caso de que los tenga. El tratamiento y la respuesta al mismo, y las observaciones importantes y evidentes en el animal o datos complementarios a alguna de las categorías anteriores.
19
5.3 Exámen físico. Este ha sido dividido en dos fases, no invasiva e invasiva. a) No Invasiva: en la que se relacionan datos como actitud, temperamento, estado general, la actividad motriz y la respiración, esta última cuando sea posible. b) Invasiva: en la que se procede a tomar más datos del animal, pero en este caso ejecutando algún tipo de contención física o química. En esta fase se recolectan datos como son temperatura (T) en grados 101
centígrados °C. pulso (P) en pulsaciones por minuto (p/min) y la respiración (R) en respiraciones por minuto (r/min). Complementando además los datos tomados en la fase no Invasiva. También se registra el color de las membranas mucosas (MM) y el peso del animal en gramos (g).19, 27 Posteriormente el exámen clínico debe ser dirigido de manera especial a cualquier manifestación de alteración de algún sistema que nos indique que la vida del animal peligra de no actuar de inmediato; ejemplo de ello puede ser el caso de un trauma craneal, una hemorragia masiva o una perforación celómica. 27
En caso de que no haya alteraciones incompatibles con la vida del animal se
puede hacer un examen clínico básico y/o completo, según sea el caso. El exámen clínico completo incluye todo lo que es el exámen clínico básico y además la evaluación del sistema digestivo, respiratorio, cardiovascular, urinario, reproductivo, linfoide, nervioso, ojos y oídos.
19, 27, 55
Complementariamente se realiza un exámen clínico especializado que se denomina así porque se especializa en el sistema o aparato que se ha identificado como anormal con antelación, pero que necesita de una revisión más profunda.
19,27
La mayoría de las enfermedades en los reptiles son
causadas directa o indirectamente por cuidados deficientes a los que necesita el animal; por tanto, una investigación sobre el cuidado, higiene, y nutrición que se ha tenido con estos animales son esenciales para el exámen clínico. Sin embargo, en la práctica esto es en la mayoría de ocasiones imposible debido a que quienes presentan a los animales a revisión clínica no conocen el manejo que se ha dado a éstos; sobre todo en los casos de decomisos. 19, 27, 55
5.4 Especies. La importancia de identificar las especies (y subespecies) no debe subestimarse. En ciertos casos localmente los animales tienen preferencias por algunos elementos de una dieta o medio ambiente.
102
Especies de diferentes regiones geográficas no pueden ser puestas en un mismo lugar. Idealmente sólo especies similares pueden mezclarse con semejantes, sin embargo, éstas pueden competir por los recursos del lugar en que se mantienen, como alimentos, áreas de soleado y descanso.
19
Muchos animales no se alimentan cuando están con otro animal, aunque sea de su misma especie. La agresión también puede presentarse. Los saurios machos son territoriales y muy agresivos con otros machos maduros de la misma especie por ejemplo las reptiles son individuos solitarios.
iguanas ( Iguana iguana). En general los
19, 55
5.5 Edad. En la mayoría de especies de reptiles no se ha determinado la longevidad, sin embargo en condiciones de cautiverio y sin predadores, los reptiles viven por muchos años. Solo se considera lo siguiente:
58
Crías: 1 – 12 meses Juveniles:1 – 4 años Adultos: mayores de 4 años
5.6 Peso y tamaño. El peso de los reptiles aún no es estándar a una edad determinada, sin embargo el peso se puede correlacionar al estado corporal de un animal, la respuesta a un manejo determinado, y progresión de una enfermedad determinada. La pérdida de peso en los reptiles se manifiesta principalmente alrededor de la pelvis y áreas de los miembros posteriores en saurios. En algunos de estos animales se pueden apreciar depósitos grasos alrededor de la cola. En ofidios, las reservas de grasa tienden a ser más difusas y se alojan principalmente en la cavidad celómica, sin embargo, la pérdida de peso se manifiesta en que las costillas se hacen más prominentes y la columna muy pronunciada. 19, 55
103
Los quelonios presentan más de un problema, la musculatura de los miembros puede ser apreciada, pero una mejor estimación de la condición corporal es la relación entre el peso y el largo del caparazón, sin embargo debe tenerse en cuenta que esta relación puede ser alterada por condiciones como retención de huevos, cálculos, ascitis y tumores. 9
5.7 Temperatura cloacal. El medir la temperatura de animales ectotermos puede parecer poco significativo, pero en ciertas situaciones medirla es recomendable.
55
Obviamente, reptiles pequeños o reptiles mantenidos fuera de su ambiente por períodos prolongados experimentan un cambio significativo en su temperatura. Sin embargo, grandes reptiles (especialmente tortugas terrestres, crocodílidos y ofidios) pueden mantener por cierto tiempo la temperatura del ambiente en que inicialmente estaban, mientras son transportados. 19, 55 Esta temperatura puede entonces indicar la temperatura del medio ambiente en donde estuvo ese reptil, por ejemplo en una tortuga de 10 Kg de peso con una temperatura cloacal de 15° C, es poco probable que haya estado en un ambiente de 30° C en las últimas horas. 19 La temperatura corporal de un reptil puede medirse insertando un termómetro de tamaño apropiado en la cloaca. Los termómetros de mercurio suelen ser demasiado grandes y poco sensibles a las variaciones térmicas en estas especies. Existen siempre diferencias notables de temperatura entre las diferentes partes del cuerpo, por eso la selección del lugar de medición se ha estandarizado en la cloaca. 19, 53
5.8 Técnicas especiales. 5.8.1 Contención. En muchos casos es posible hacer una evaluación preliminar del animal sin sujetarlo o restringirlo manualmente, se observa entonces la conducta del animal, las características de su locomoción y desórdenes neurológicos 104
moderados o severos, cojeras, parálisis, debilidad, e inclinaciones de la cabeza. 53 En pocas ocasiones es posible valorar el medio ambiente en que habitan estos reptiles. Especies agresivas o nerviosas deben ser restringidas con técnicas apropiadas, incluyendo toallas, ganchos para ofidios, contenedores plásticos y tubos de restricción. En ocasiones con grandes reptiles como los cocodrilos deben usarse cuerdas y guantes de protección. Animales difíciles de manejar deben ser sedados para la seguridad de los manejadores, y poder hacer un mejor exámen. El uso apropiado de sedantes, incluyendo agentes disociativos como Ketamina puede requerirse, pero su uso debe ser cauteloso. 53 La dirección del exámen clínico, luego de un exámen básico debe localizarse en cualquier lesión o síntoma y debe formularse posteriormente una serie de diagnósticos diferenciales. Una evaluación por sistemas es indicada cuando el animal presenta síntomas de enfermedad inespecíficos, cuando ha sufrido traumatismo externo múltiple o para un posterior abordamiento prequirúrgico. Los sentidos del clínico deben agudizarse para encontrar anormalidades en estos animales ya que usualmente no los manifiestan hasta que son inmanejables. 53 Una respuesta común al estrés por manipulación es la micción con uratos en las excreciones, este es un buen momento para colectar una muestra para investigación en laboratorio. 27 5.8.2 Transiluminación. La transiluminación de la cloaca con una luz intensa es particularmente útil para visualizar estructuras internas en pequeños saurios y ofidios, especialmente para confirmar casos de impactación o cuerpos extraños en el tracto digestivo, pero hay que tener cuidado de no causar daño térmico por el calor de la lámpara. 55
105
Una luz halógena o endoscopio de luz neón son ideales. Si la fuente es pequeña puede lubricarse e introducirse dentro del esófago o la cloaca y el colon. La sombra del corazón también puede verse, esto último es muy útil para hacer cardiocentesis en pequeños saurios anestesiados. 55 5.8.3 Auscultación. La auscultación en los reptiles es posible, pero requiere de silencio en la sala de exámen clínico. Se puede auscultar el corazón y la respiración por medio de fonendoscopio esofágico o con un estetoscopio de campana. La auscultación cardíaca es una práctica de poca utilidad puesto que el corazón tiene un ritmo lento y termodependiente. Además los sonidos de las válvulas cardíacas son inaudibles. La auscultación sí que tiene utilidad en el diagnóstico de procesos respiratorios que afectan al correcto llenado de los pulmones o varíen el diámetro bronquial se recomienda envolver al animal en un paño para evitar el sonido producido por el roce del estetoscopio con las escamas o el caparazón del reptil.
19, 55
5.8.4 Percusión. El valor de la percusión en reptiles es muy limitado. Con la práctica suficiente pueden distinguirse los espacios pulmonares y los sacos aéreos con sonidos timpánicos o vísceras como el hígado y la masa intestinal con sonidos mates. Así, en ocasiones pueden encontrarse neumonías locales en quelonios. Sin embargo, este método sólo es verdaderamente útil a partir de cierto tamaño del reptil y es poco útil en especies pequeñas.
55
5.8.5 Palpación. En los quelonios la palpación de los tejidos blandos es muy difícil y sólo puede realizarse en los espacios inguinales y axilares. Mediante una cierta práctica puede diagnosticarse la existencia de huevos si están calcificados, cálculos urinarios, procesos que consoliden los pulmones, u obstrucciones intestinales, entre otras. 55 106
En caso de edema, los tejidos blandos de las extremidades pueden notarse más flácidos, de mayor volumen y con una consistencia líquida, factor que ayudará a discernir si se trata de obesidad, puesto que en este último caso la consistencia será mayor. En los procesos que provocan nefromegalia pueden palparse los riñones incrementados de tamaño en la parte superior y posterior del espacio inguinal. 55 En el resto de reptiles pueden hacerse palpaciones con mayor facilidad pero existen dos dificultades que son la existencia de escamas queratinizadas y, el hecho de que pueden tener en ese momento un tono muscular elevado y firme. En general pueden diagnosticarse hematomas y abscesos, entre otros, esto según la consistencia del abultamiento. Los hematomas tienden a ser fluidos mientras que la formación de abscesos en los reptiles provoca áreas concéntricas en las que la más externa suele ser material purulento fluido y las internas tienen una consistencia y aspecto caseoso. 19, 55 En las serpientes puede palparse el corazón y las vísceras como el hígado, masa intestinal y vejiga urinaria (estas últimas se palpan más fácilmente si hay contenido en su interior, de consistencia pastosa en el intestino y arenosa en la vejiga urinaria). 19, 55, 58 5.8.6 Exámen de la cavidad bucal. La apertura de la cavidad bucal es difícil en reptiles. Una espátula plástica usada a modo de abrebocas es especialmente útil en saurios y ofidios. En especies venenosas pueden usarse espátulas largas asegurando que la cabeza esté bien inmovilizada. En casos dudosos siempre puede recurrirse a algún método de contención química.
55, 59
En quelonios puede resultar difícil, aunque se puede aprovechar la agresividad que demuestran para que abran la boca y ponerles en ella un tubo o material plástico que servirá para mantenerla abierta y poder inspeccionar. 9 107
5.8.7 Comprobación del tono muscular. Todos los reptiles sanos tienen un tono muscular elevado. El animal con un tono bajo o atonía muscular puede considerarse enfermo o en estado anormal de salud. Algunos procesos fisiológicos pueden provocar cierta atonía muscular y también puede ser de origen iatrogénico a causa del uso de antibióticos aminoglicósidos.
55, 59
5.8.8 Inspección oftalmológica. La inspección de los ojos en los reptiles es muy parecida al resto de los animales. Los reptiles tienen musculatura estriada en el iris lo que les permite adaptarlo bajo control voluntario. Una midriasis completa se suele observar bajo anestesia general, la inyección de tubocurare en la cámara anterior de los saurios permite una midriasis duradera (entre 30 minutos y algunas horas). La inexistencia de una respuesta paralela en los dos ojos ante un estímulo lumínico unilateral no debe considerarse como un problema puesto que es fisiológico en estos animales.
19, 59
5.9 Técnicas alométricas en la evaluación clínica de reptiles. 5.9.1 Control de la relación peso - tamaño en quelonios. Esta relación se estableció en un principio para las especies Testudo graeca y T. hermanni según la denominada Proporción de Jackson. Dicha relación
corresponde a un cálculo alométrico que relaciona la masa con la longitud del caparazón, esta es una herramienta útil como indicador del estado de salud de un individuo. Además, si se relaciona con la edad del mismo, puede orientar acerca del peso satisfactorio que debería tener un animal de cierto tamaño, con lo que también se pueden descartar posibles procesos patológicos. 19, 58
108
Por ejemplo: En una tortuga de orejas rojas ( Trachemys scripta) la relación es: - 0,36 ± 0,01
X = 15.25 x Y
X = longitud del caparazón en milímetros (mm) Y = masa corporal en gramos (g). 55 Para tortugas terrestres también existe la siguiente formula para determinar el peso corporal:
PC= Lp3 X (0.191) PC= peso corporal. Lp= longitud del plastrón elevado al cubo y se multiplica por 0.191 (como constante).58 5.9.2 Cálculo de la temperatura y el pulso de un reptil. El metabolismo de los reptiles funciona de un modo efectivo cuando la temperatura interna está dentro del margen de su TCP, un reptil con una temperatura cloacal cerca de 34 - 36ºC puede considerarse que está en una temperatura interna adecuada. A esta temperatura el pulso del reptil puede ser tomado ya que un valor más bajo o más alto provocaría bradicardia o taquicardia respectivamente.
55, 58
La siguiente ecuación determina el pulso adecuado de un reptil con relación a su peso corporal: - 0.25
X = 34 x Y
34 es constante X = pulso en latidos por minuto (p/min) Y = peso en kilogramos (Kg) Dicha ecuación debe ser interpretada como orientadora dada la gran diversidad de especies y estados fisiológicos existentes.
109
55, 58
Otra ecuación para obtener el pulso es: X= (33.4)W - 0.25 Donde: 33.4 es constante. X= pulso en latidos por minuto W= peso en Kg. 55, 58
5.10 Técnicas para la determinación del sexo en reptiles. Todas las especies de reptiles poseen distintas adaptaciones a su medio y al modo de apareamiento que llevan a diferentes sistemas de dimorfismo sexual. En algunos reptiles es muy sencillo reconocer el sexo del animal y en otros sólo es posible mediante el uso de técnicas especiales. Además, en los reptiles existe la capacidad de formar individuos intersexuales en los que puede observarse conjuntamente estructuras masculinas y femeninas.
19, 58
5.10.1 Ofidios Es posible realizar una diferenciación únicamente visual en algunas especies puesto que, por lo general, las hembras suelen ser mayores que los machos y éstos suelen tener un engrosamiento en la base de la cola para albergar los hemipenes, al igual que en los saurios. Además, en la familia Boidae, presentan vestigios femorales formando pequeñas estructuras con aspecto de unguícula laterales a la cloaca, estos vestigios son de mayor tamaño en machos. 53, 58 Un sistema más seguro es la determinación mediante sonda o catéter. Consiste en introducir una sonda lubricada a nivel de la cloaca y lateralmente a la salida del conducto excretor común en dirección hacia la punta de la cola. 58
En machos el practicante se encuentra con los hemipenes invertidos, factor
que permitirá que la sonda pueda penetrar profundamente (entre 8 a 15 escamas subcaudales) mientras que en hembras no se podrá penetrar más de 3 o 4 escamas. 19, 55 (Figura 47)
110
Figura 47. Técnica de sexado mediante uso de catéter en ofidios. (foto: tomada de Vet-uy, revista veterinaria, 2008)
Debe destacarse que los hemipenes de cada especie son distintos así como la anatomía de la cola con lo que deben usarse sondas apropiadas a cada especie. Así pues, para una Piton regius de 150 cm se utilizará una sonda de 4 mm de diámetro, mientras que en una Lampropeltis getulus de 90 cm será más conveniente usar una de 2 mm.
55
(Figura 48)
Este sistema puede verse complementado mediante el conteo de escamas caudales ventrales, que por regla general suele presentarse en mayor número en los machos por tener la cola más larga.
53
Figura 48. Sondas para sexar ofidios. (foto: tomada por el autor, 2010)
111
5.10.2 Quelonios Cuadro 7. Características para sexar tortugas:
REFERENCIA Nº 1 Tamaño corporal
SEXAJE Mayor en hembras
EJEMPLOS Trachemys sp Pseudemmys sp Podocnemis sp
Mayor en machos
Caretta caretta
Variable (distribución y
Kinosternon sp
alimentación) Nº 2 Ancho de cabeza
Mayor en machos
Kinosternon sp
Mayor en hembras
Graptemys sp
Nº 3 Forma y longitud
Larga y ancha en machos,
Fam Emydidae
de la cola
con abertura distal
Podocnemis unifilis
Nº 4 Forma del
Cóncavo en machos,
Geochelone sp
plastrón
uniforme en hembras
Podocnemis sp
Nº 5 Proyección gular
Placas gulares alargadas en
Geochelone sp
machos Nº 6 Glándulas
En mandíbula, más
Familia
sexuales
desarrollada en machos
Emydidae
Familia Platisternidae
Nº 7 Longitud de las
Mayores en machos
uñas
Trachemys sp Chrysemys sp Pseudemmys sp
Nº 8 Color corporal
Cabeza oscura en machos y
Podocnemis sp
clara en hembras nº 9 Variación
Cabeza y nariz rojizas en
estacional del color
machos en época de cría
Martínez A. Manual Clínico de Reptiles.
112
Geochelone sp
Métodos Complementarios: Los individuos que no presentan dimorfismo sexual claro pueden sexarse según los siguientes métodos: -
Exteriorización del pene: con el quelonio escondido dentro del caparazón se provoca manualmente un incremento de la presión en el interior del mismo, con lo que el macho protruye el pene y la hembra suele orinar. Se observa bien en galápagos aunque es poco útil en otros quelonios. 53
-
Exploración radiográfica: Puede servir en caso de que la hembra esté grávida y con los huevos suficientemente calcificados.
-
53
Exploración endoscópica: Por vía intracelómica se visualizan las gónadas en la zona lumbar del caparazón. 53
5.10.3 Saurios y crocodílidos. La gran mayoría de saurios está constituida por especies con separación morfológica de machos y hembras, y sólo en algunas ocasiones el practicante encuentra que existen únicamente hembras y se reproducen por procesos partenogénicos, como es el caso de la Lacerta caucasica. 1, 58 Rasgos diferenciales: El color es generalmente mucho más intenso en el macho que en la hembra. La cola del macho tiene un ensanchamiento en la base provocada por el volumen que ocupan los hemipenes (Figura 49). La cabeza suele ser más ancha y grande en el macho que en la hembra. Durante el acoplamiento se puede observar un comportamiento mucho más agresivo por parte de los machos. 1
113
También pueden observarse los siguientes rasgos anatómicos: ♦
Existencia de poros femorales, más visibles y desarrollados en los machos
(Figura 50). ♦
Apéndices y formaciones anatómicas diferenciadas, como las crestas y
barbas de las iguanas.
1, 19
Figura 49. Engrosamiento de la base de la cola en saurios machos. (foto: tomada de Vet-uy, revista veterinaria, 2008)
Figura 50. Poros femorales de una iguana (foto: tomada de foro reptiles, 2010)
Métodos complementarios: En algunos iguánidos puede medirse la distancia de penetración de los catéteres o sondas de sexaje cloacal. De esta manera en iguanas jóvenes por ejemplo, en las que es difícil determinar el sexo con precisión, se considera macho cuando la sonda puede penetrar un mínimo de 1.25 cm (a causa de los hemipenes). 1, 58
114
En cocodrilianos puede realizarse una palpación rectal con un dedo de guante lubricado, así en los machos se puede localizar una pequeña estructura semicónica correspondiente al pene.
58
5.11 EXAMEN CLÍNICO DE OFIDIOS. 5.11.1 Contención física. La parte del cuerpo para restringir un ofidio agresivo o del que no conocemos su actitud, es la cabeza, pues es ésta su principal arma. Los ofidios venenosos deben ser manejados en tubos plásticos transparentes, deben ser además anestesiados mediante el uso de agentes inhalados para su posterior examen. 19 La decisión de examinar una serpiente venenosa debe ser considerada sólo cuando el veterinario ya ha tenido experiencia y tiene todos los elementos de seguridad y tratamiento contra accidentes.19 Las especies no venenosas pueden ser sujetadas con las manos de una sola persona, dependiendo de la talla. En general la cabeza debe sujetarse por detrás del occipucio, con el primer y tercer dedo a los lados y el segundo dedo por encima, la posición es importante ya que con estos dedos deben limitar los movimientos laterales de la mandíbula. La mano restante es usada para sujetar el cuerpo de la serpiente.
19, 55
La contención también puede hacerse en la unión cérvico craneal, pero puede causarse dislocación si el manejo no es adecuado. Grandes ofidios como las anacondas de más de 6 m y 100 Kg de peso pueden ser peligrosas para un solo manejador. En estos casos debe haber más de un manejador, como regla debe haber un manejador por cada metro de longitud del ofidio. Animales de este tamaño son difíciles de mantener quietos, por lo que en ocasiones será necesario anestesiarlos.
19
115
5.11.2 Exámen físico. Debe evaluarse la actitud antes de tratar de sujetar al animal, posteriormente debe incitárseles a reptar sobre las manos, la mesa de examen, y las pértigas para evaluar el tono muscular, la propiocepción y la motricidad. Los ofidios son flexibles y lentos, pero en determinados casos pueden desarrollar mucha fuerza hasta hacerse rígidos o bien ser muy rápidos. Debe evaluarse la postura de la cabeza, la postura corporal, el tono cloacal, ver la elasticidad de la piel, reflejo de huida, y reflejo pupilar, todos éstos en conjunto pueden ser usados para evaluar la función neuronal. 19, 55 El tegumento, particularmente la cabeza y las escamas ventrales deben evaluarse para evidenciar si hay disecdisis, trauma, parasitismo, o infección microbiana. Las líneas agudas de la piel en la columna pueden indicar caquexia o deshidratación. Debe ponerse especial atención a porciones de piel engrosadas o tumefactas ya que pueden deberse a retención local de piel o descargas. Los ojos son un lugar de principal importancia en la disecdisis. La córnea no está expuesta normalmente, está cubierta por un especulo transparente que cambia con la ecdisis. Antes de la muda de piel, se produce entre la córnea y el especulo un líquido blanquecino que ayuda a que el especulo viejo se libere más fácilmente. 19, 58 El especulo debe ser liso, pero si es rugoso, puede indicar retención del mismo. El fluído subespecular puede descender por el conducto nasolagrimal. Cuando este conducto se tapona, el líquido se puede acumular, resultando en absceso subespecular; esto puede causar lesión sobre la córnea, resultando en panoftalmitis y opacidad ocular, mientras que la abscedación retrobulbar resulta en protrusión ocular. Otras patogénesis oculares resultan en uveítis, lipidosis ocular o cuerpos extraños oculares.
19, 53
Debe palparse todo el cuerpo en busca de tumefacciones, heridas u otras irregularidades. Anormalidades internas pueden ser indicadas por la posición del animal, además de un cambio en la longitud ventral (LV), que es la medida 116
por la parte ventral desde la parte más craneal de la boca hasta la punta de la cola y referida la totalidad como porcentaje 100; así los órganos internos se localizan a un determinado porcentaje: corazón, 22 - 35%; Pulmones, 25 60%; sacos aéreos, 45 - 85%; hígado, 35 - 60%; estómago, 45 - 65%; bazo, páncreas y vesícula biliar, 60 - 70%; intestino delgado, 65 - 80%; riñones, 65 90%; y colon, 80 - 100%. (Figura 51) 19, 53, 55
Figura 51. Anatomía de un ofidio. (foto: tomada de foro reptiles 2008)
Dependiendo de la musculatura y de las reservas de grasa de los ofidios, es posible palpar el corazón y las heces. Es posible que se palpe una masa grande cuando el animal ha comido recientemente, en algunos animales palpar demasiado en esta zona puede causar regurgitación. Los huevos y los folículos preovulatorios pueden palparse en ocasiones.
19
El exámen clínico podría diferenciar entre masas celómicas o extracelómicas. La mayoría de las masas subcutáneas son abscesos, pero quistes parasitarios, ampollas y neoplasias pueden verse ocasionalmente. 19, 58 Masas internas pueden representar abscesos, neoplasias, granulomas, cuerpos extraños, órganos hipertrofiados, huevos postovulatorios o folículos preovulatorios. La cloaca tiene siempre tono muscular, y siempre debe estar libre de materia fecal. Serpientes nerviosas, especialmente las colúbridas, tienden a expeler el contenido de sus sacos anales.
19, 55
117
La auscultación de la cloaca se puede hacer suavemente con un otoscopio o endoscopio rígido. La palpación digital es una buena técnica poco utilizada. En ofidios de tamaño pequeño a medio, se deben usar guantes de exploración lubricados. 58 La palpación induce en la mayoría de casos a defecación y micción, es este el momento para tomar muestras para laboratorio. Debe también examinarse la cloaca para explorar la presencia o ausencia de hemipenes para saber el género del animal o confirmarlo. 58 El largo de la cola (y el número de escamas subcaudales) indica si el animal es macho o hembra, pero este método requiere de información publicada sobre la longitud de los hemipenes con relación al número de escamas contadas. 19, 58 En general los sacos de los hemipenes en machos son más profundos que en las hembras. Para saber su profundidad es necesario utilizar un hisopo o catéter delgado de punta roma no cortante lubricado, que se deberá introducir dentro de éstos, debe entrar primero perpendicular y luego caudal y paralelo hacia la cola del animal (dirección caudal). En los machos la profundidad es de 6 a 14 escamas subcaudales, mientras que en las hembras la profundidad es de sólo 2 a 6 escamas.
53, 55
El exámen de la cavidad oral es importante, esto porque muchos ofidios sufren de estomatitis debida a traumatismo por manipulación, al capturar sus presas o por enfermedades microbianas y nutricionales.
58
La boca puede abrirse con un abatelenguas de madera, una espátula o tarjeta plástica (Figura 52). Debe examinarse allí el color de la membrana mucosa, buscar evidencias de edema, ptialismo, hemorragias, necrosis o presencia de exudado fibrinoso. Depósitos blancos pueden indicar acumulación de ácido úrico causados por gota visceral. 58
118
Figura 52. Evaluación de la cavidad oral (foto: tomada por el autor, 2010)
La glotis y la faringe deben ser examinadas para ver si hay presencia de hemorragias, cuerpos extraños y descarga. 19 Es importante observar la glotis durante a respiración en un intento por diferenciar entre descargas originadas de los tractos respiratorio o digestivo. 19 Infortunadamente, el animal se estresa mucho durante el exámen, por lo que la tasa de respiración se eleva en reptiles normales, perdiendo esto como indicador de enfermedad o alteración del aparato respiratorio; así la taquipnea en este caso no es un buen indicador de enfermedad respiratoria.
19
Durante la exploración de la cavidad oral debe evaluarse que las fosas nasales (narinas) estén patentes y debe evaluarse el estado de polifiodontia.
5.12 EXÁMEN CLÍNICO DE SAURIOS. 5.12.1 Contención física. Los saurios son un grupo de animales muy variados con respecto a talla, largo y temperamento, por lo que las técnicas de manipulación deben ajustarse a cada animal en una situación práctica. El contenedor de transporte de estos animales debe ser amplio o tener una zona de acceso directo, puesto que si la entrada es estrecha, sacar al animal puede resultar peligroso. Animales grandes deben ser restringidos limitando el movimiento de sus miembros, siendo dirigidos estos contra el cuerpo del mismo animal, procurando alejar las manos y el cuerpo del manejador de la boca del animal. 119
Debe restringirse por completo el movimiento de la columna vertebral puesto que se puede causar dislocación vertebral. 1, 58 Saurios de talla pequeña pueden ser restringidos con una sola mano, los dedos pulgar e índice deben sujetar la cabeza por la mandíbula, mientras que los dedos anular y meñique sujetan la pelvis del animal. Nunca deben sujetarse estos animales por la cola, ya que muchos de ellos pueden hacer o practicar la autotomía para escapar de un predador o del manejador. 1, 58 Esta es una adaptación fisiológica para la supervivencia, pero es indeseable que sea causada por el manejador o veterinario. La restricción de la visión en estos animales es fácil, se hace arrojando una toalla sobre la cabeza, durante el exámen esto facilita mucho el manejo, así como la inspección del cuerpo y los miembros. Una técnica de restricción en los iguánidos es el uso de la respuesta vagovagal, ésta se realiza mediante una suave a moderad a presión sobre la órbita de los ojos por 5 a 25 segundos, en muchos casos, estos animales entran en un estado de sopor que puede durar hasta 45 minutos, esto produce una disminución leve del ritmo cardíaco y la presión sanguínea, este estado puede ser interrumpido por un estímulo como el ruido o el dolor. 55 Esta técnica puede ser empleada para calmar iguánidos nerviosos, y puede así examinarse la boca sin necesidad de emplear fuerza excesiva. En ofidios puede conseguirse un resultado similar presionando la región dorsal del cuello durante unos instantes. 1, 53, 55 5.12.2 Exámen físico. El tegumento debe examinarse por si hay presencia de parásitos, traumas por golpes o peleas y heridas. Los saurios cuidan su piel y la retiran contra objetos en los períodos de ecdisis, quedando una piel f lexible y transparente. 1, 58
(Figura 53)
De manera frecuente, la retención de la piel ocurre en los dedos y la cola, lo que puede en estos casos llevar a necrosis isquémica. 120
La exfoliación excesiva de piel puede ser indicador de caquexia y posible deshidratación. 1
Figura 53. Tegumento sin anormalidades de un saurio. (foto: tomada por el autor, 2010)
Las escamas del rostro, alrededor de los ojos y las escamas timpánicas deben ser limpias y libres de descargas, la presencia de materiales blanquecinos puede ser normal, pues algunas iguanas tienen en estas zonas glándulas de sal (glándulas nasales especializadas). En el rostro puede haber heridas debidas a repetitivos intentos de fuga del lugar donde habita, y esto es signo de que el animal no gusta de ese ambiente. 1, 19 Masas de tejido suave son indicio de absceso, pero cuando son más difusas y repartidas en zonas cerca de los huesos de la mandíbula y huesos largos pueden ser indicio de enfermedad metabólica del hueso. Los saurios sufren de hipocalcemia severa e hiperfosfatemia causados por hiperparatiroidismo nutricional secundario o enfermedad renal crónica, lo que puede relacionarse con tremores periódicos y fasciculación muscular.
1, 19
En un animal normal, el alimento y la materia fecal dentro del tracto gastrointestinal, depósitos grasos, el hígado, los folículos preovulatorios y los huevos pueden palparse. 1, 19, 55 Cálculos vesicales, fecalitos, riñones agrandados, pueden también palparse; además deben confirmarse con endoscopía. En las iguanas ( Iguana iguana), la nefromegalia puede ser apreciada por palpación cloacal. 121
1, 58
La boca puede ser abierta igual que en los ofidios, sujetando al animal de la barbilla y la cabeza, allí debe tratar de evidenciarse traumas, infección, neoplasias y edemas (especialmente edema faríngeo), además se debe examinar la glotis rutinariamente, algunos saurios al igual que of idios, abren la boca por si mismos como defensa al manejo. 58 (Figura 54) La alta incidencia de distocia en saurios indica la necesidad e importancia de la identificación del sexo en estos animales.
1
Muchos saurios presentan dimorfismo sexual, pero esto no se presenta en animales jóvenes. 1
Figura 54. Cavidad oral de un saurio. (foto: tomada de foro reptiles 2008)
En general los machos adultos tienen colores más intensos, exhiben más comportamientos de territorialidad y cortejo y tienen prominentes poros femorales o preanales. El medir la profundidad de los hemipenes o su eversión son técnicas empleadas en estos animales pero con mayores dificultades. 58
5.13 EXÁMEN CLÍNICO DE QUELONIOS. En los quelonios el caparazón es una estructura para su defensa que dificulta el exámen clínico. De igual manera es necesario conocer su anatomía para realizar una correcta evaluación. 9 (Figura 55)
122
Figura 55. Anatomía interna de una tortuga. (foto: tomada de infovisual 2009)
5.13.1 Contención física. Las tortugas de talla pequeña o mediana no son difíciles de manipular, pero son fuertes y por naturaleza poco cooperativas para el examen, obstaculizando el mismo. Hay que tener mucha paciencia para poder persuadir a estos individuos a salir del caparazón, cuando han sacado la cabeza debe sujetárseles por los cóndilos occipitales con el dedo pulgar e índice, esto para impedir que que el animal retraiga la cabeza de nuevo nuevo dentro del caparazón. Los miembros deben ser traccionados firmemente. 9, 58 El espacio celómico dentro del caparazón es restringido, por tanto, los miembros deben jalarse suave pero firmemente al tiempo que la cabeza. 58 Muchas especies poseen "bisagras" con las que de cierta forma cierran el caparazón con lo que se dificulta aún más el examen, debe evitarse que cierren el caparazón colocando un gancho de metal, pero sin causar heridas en el animal. (Ejemplo: Kinosternon spp). 9 Cuando los individuos son muy agresivos y se esconden para atacar dentro del caparazón, o cuando se hace imposible su control físico será necesario usar una dosis de sedación ligera de un agente de bloqueo neuromuscular.
123
58
5.13.2 Exámen físico. Aplicando una presión firme en las extremidades posteriores logramos que la tortuga asome la cabeza, debemos sujetarla con los dedos por ambos lados evitando lesionarla, lesionarla,
cuando este este ya sujeta la cabeza, con con ayuda de un
abatelenguas abrir la boca de la tortuga y una vez abierta, podemos dejarlo insertado para evitar que la cierre. 58 Con la mano libre se puede examinar la cabeza y tomar muestras. En tortugas agresivas, al abrir la boca para amenazar, se da el momento oportuno para evaluar la cavidad bucal con un manejo mínimo (Figura 56). La cavidad bucal siempre debe examinarse, particularmente para evidenciar estomatitis, que en estos animales puede convertirse en una esofagitis generalizada rápidamente.
58
Figura 56. Cavidad oral de una tortuga (foto: tomada de foro reptiles 2010)
El exámen esofágico se puede hacer con un endoscopio rígido o con un otoscopio de cono largo, la inflamación submandibular o la automutilación del miembro anterior que roza con la boca suele acompañar la estomatitis. Se debe evaluar el color de la mucosa, que es normalmente rosada, la hiperemia se asocia con septicemia o toxemia, la ictericia puede verse en casos de hepatitis severa y la membrana pálida en casos de anemia verdadera. Los depósitos pálidos dentro de las membranas orales pueden deberse a infección o uratos asociados a gota visceral. 30, 55, 58
124
La glotis puede ser difícil de visualizar, se ubica atrás de la lengua; es importante examinarla para ver si hay descargas coincidentes con enfermedad respiratoria. 19 El exámen de la cabeza debe incluir las fosas nasales por cualquier descarga y el pico por daño (fractura) o crecimiento excesivo. Los párpados deben estar abiertos, nunca distendidos ni inflamados, mientras que los ojos deben ser brillantes. 9 La conjuntivitis, las úlceras corneales y opacidades son frecuentes (Figura 57). La retina puede degenerarse como consecuencia de congelación durante la hibernación, y el examen oftálmico es necesario en tortugas anoréxicas. Deben examinarse las placas timpánicas en busca de signos de inflamación asociados con abscedación timpánica. El tegumento no debe tener ningún tipo de daño, el cual puede causarse por machos agresivos en cortejo e inflamaciones subcutáneas, que son abscesos usualmente o por personas que los perforan para poder amarrar a estos animales.
9, 55
Figura 57. Edema de parpados en tortugas. (foto: tomada por el autor, 2009)
Las tortugas de agua dulce ( Trionix ) son más susceptibles a dermatitis micóticas superficiales y profundas, en especial alrededor de cabeza, cuello y miembros. Deben buscarse parásitos, disecdisis, traumas e infecciones debidas al ataque de roedores, perros o gatos. Los conflictos agresivos y el trauma de cortejo se consideran si los quelonios viven en grupo. 58 125
La fractura de miembros se reporta poco, comparado con los lagartos, pero se presenta comúnmente por pisos duros e individuos con hiperparatiroidismo nutricional secundario. Las inflamaciones subcutáneas usualmente son abscesos (Figura 58), pero las articulaciones inflamadas pueden indicar fractura, osteomielitis o artritis séptica. 30
Figura 58. Absceso subcutáneo en tortugas. (foto: tomada de foro reptiles, 2008)
La fosa prefemoral se palpa con el quelonio cabeza arriba. La agitación del quelonio permite al clínico palpar huevos, cálculos vesicales u otras masas celómicas. El caparazón se examina para ver su dureza, pobre conformación, trauma e infección. Si el caparazón es suave, puede ser debido a pobre mineralización como resultado de hiperparatiroidismo nutricional secundario por deficiencia de calcio en la dieta, exceso de fósforo y carencia de luz de amplio espectro. 9, 58 La forma de pirámide del caparazón se asocia con exceso de proteína en la dieta, aunque puede ser multifactorial, las infecciones se presentan con pérdida y reblandecimiento de las placas, acompañado de eritema, petequias, descargas purulentas o caseosas y mal olor. Las infecciones profundas involucran al hueso causando osteomielitis. 9, 19 Los prolapsos son obvios, pero se debe determinar la estructura involucrada. Pueden incluir tejido cloacal, oviducto, colon, vejiga o pene. 58 (Figura 59)
126
Se recomienda exámen interno con palpación digital y otoscopio o endoscopio. Generalmente los machos se diferencian de las hembras por sus colas largas y la posición del orificio cloacal caudal al borde del caparazón. 58
Figura. 59 Prolapso del aparato reproductor en una tortuga hembra. (foto: tomada por el autor, 2009)
Otras características dimórficas son obvias, como la concavidad en el plastrón de algunos machos, o en estos mismos las uñas largas en los miembros anteriores. 9, 30, 58
127
CAPÍTULO 6. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN AVES. Las aves son una clase de vertebrados amniotas con sangre caliente, entre cuyas principales características figuran poseer el cuerpo recubierto de plumas, con pico, extremidades anteriores en forma de alas y ausencia de dientes (en casi la totalidad de los casos). Las aves son ovíparas, es decir que su ciclo reproductivo se realiza a través de huevos y se conocen más de 9000 especies en todo el mundo, las que han sido clasificadas en 29 órdenes, todos ellos subdivididos en familias (165) y luego en géneros (alrededor de 2000).
76
El exámen físico de un ave es una parte útil de la investigación de un problema y también puede ser una parte del control de la enfermedad de rutina, por ejemplo, controles sanitarios anuales y el exámen de las aves nuevas entrando en una colección. 18 Para llevar a cabo un exámen físico es beneficioso para estar al tanto de la apariencia normal y las características anatómicas de las especies en estudio, dicho exámen se utiliza como guía para poder detectar aves que pueden estar enfermas, heridas, con malformaciones o defectos de funcionamiento. Se trata de un procedimiento completo de largo alcance que puede detectar una amplia gama de enfermedades y condiciones en múltiples sistemas del organismo. Los resultados de un exámen físico del ave o las aves se deben utilizar en conjunción con la historia del ave o las aves, la consideración de su entorno inmediato (por ejemplo, la jaula o caja), la aparición de excrementos y las pruebas adicionales necesarias. 18 La historia clínica es una parte vital de la investigación sobre la enfermedad, ya se trate de un individuo o de un grupo. Los hallazgos de la historia se deben utilizar junto con la evaluación del entorno inmediato del animal afectado, el exámen de los individuos afectados en vivo y el examen post mortem si fuera necesario. El uso de las formas estándar de la historia de los individuos y de los problemas del grupo reduce el riesgo de que se omite información importante y siempre debe haber una sección para notas y comentarios a cubrir la información no estándar. 18, 76
128
En los parques zoológicos, el cuidador también observa a los animales y ellos están en mejor posición para proporcionar la mayor parte de la historia del animal y el grupo. Para los animales en un grupo, puede ser difícil confirmar si un individuo come o bebe más o menos de lo normal, o para determinar que animal esta enfermo. Es mejor recoger "demasiada" información en el momento de un incidente que muy poca, volver atrás y recoger la información que falta sería complicado. Esto es particularmente cierto cuando se trata de eventos de vida silvestre, así como en animales en cautiverio. Si un animal se presenta fuera de su entorno habitual, entonces la información sobre su entorno normal, o la zona en la que se encuentran, deben ser descritos como parte de la historia. 18, 76
6.1 Evaluación del ave en el medio ambiente. Cuando sea práctico transportar un ave dentro de su jaula, para su exploración física, la jaula debe ser presentada, con sustrato o suelo de la jaula u otra cubierta, así como los excrementos producidos por las aves. 76 Si la jaula normal no se puede traer, el aviario, caja o medio ambiente, los detalles de estos deben formar parte de la historia clínica y el dueño o el encargado debe presentar una muestra de excrementos típicos. 76 Los excrementos deben ser examinados visualmente, tomar nota de la cantidad, el color y la consistencia de ambos componentes fecales y ácido úrico. Si la sangre está presente, se debe hacer una evaluación de la cantidad de sangre, teniendo en cuenta la capacidad de un pequeño volumen de sangre para cubrir un área grande. La sangre puede provenir de una lesión externa (por ejemplo, una laceración o una pluma sanguíneos dañados) o de la cloaca.76 Las aves acuáticas pasan la mayor parte de su tiempo en el agua o en el suelo y por lo tanto en íntimo contacto con el sustrato y el agua que componen su entorno inmediato. Los Detalles del sustrato (por ejemplo, hormigón, barro, pasto), agua (construcción de piscinas, la profundidad, el flujo de agua, etc.) y otras características ambientales en las que el ave se ha mantenido o que se encuentran pueden ser muy importantes en el diagnóstico de la enfermedad. 129
Los Excrementos de color verde brillante son característicamente vistos en las aves acuáticas con envenenamiento por plomo.
39, 76
La exploración clínica es una parte fundamental de diagnóstico de los trastornos de las aves. Implica manejar y sujetar al ave con el fin de poder realizar las investigaciones necesarias. Antes de manejar un ave hay que tener en cuenta unos requisitos previos importantes. El primero de ellos es asegurarse de tener una anamnesis tan completa como sea posible. Esto debe incluir información no solo de las aves, sino también del entorno en donde viven y su manejo. Puede ser recomendable que el veterinario visite las instalaciones o como mínimo vea la jaula antes de intentar hacer una exploración clínica. 18, 76 Antes de la exploración clínica puede ser útil realizar pruebas complementarias como examinar las heces o los alimentos que quedan en la caja o analizar el posible material toxico que indican que investigaciones serian necesarias. Después de la anamnesis deben de observarse a las aves, la observación implica mirar al ave cuidadosamente sin tocarla ni sujetarla. Existen muchas formas de observar a las aves y el método elegido depende de las circunstancias, instalaciones y la finalidad de la intervención.
76
6.2 Observación. La primera etapa en la exploración física de un ave es la observación, de preferencia que el ave no se entere que está siendo observado. 18 En términos generales la observación puede dividirse en dos grupos: 1. Cuando el ave es consciente de la presencia del observador. 2. Cuando el ave no es consciente de la presencia del observador. Idealmente debe de realizarse los dos tipos de observación, puesto que ninguno de los dos proporciona toda la información importante. Así un ave puede mostrar determinados rasgos de conducta cuando esta sola y el observador no esta cerca, pero puede que no los muestre cuando ve al observador, en cuyo caso puede suprimir los rasgos conductuales, a la inversa 130
algunos rasgos se observan cuando hay una persona cerca. Por lo tanto, siempre que sea posible, el ave debe observarse primero sin que sea consciente de la presencia del observador y luego siendo consciente de ella. 18 La observación siendo el paciente consciente es mucho más fácil de realizar, pero aun así debe de realizarse de forma sistémica y lógica. Al principio el ave debe observarse a distancia y solo hay que aproximarse a ella posteriormente. Debe observarse la respuesta del ave frente a la presencia de una persona o a estímulos como los sonidos, también deben de registrarse la actitud general o la tranquilidad del ave. 39, 76 Un ave puede incluso intentar disminuir los signos clínicos, durante la observación, también se pueden medir otros parámetros, como la frecuencia respiratoria, estos suelen apreciarse mediante un balanceo de la cola, se puede incluso usar como referencia comparando la respiración antes de la captura y después de la captura. En general la observación debe realizarla un veterinario solo sin que haya más personas presentes, sin embargo la presencia del dueño en ocasiones puede ser útil.
39
(Figura 60)
Figura 60. Observación de un ave para exploración. (Foto: tomada por el autor, 2010)
6.3 Anamnesis. Generalmente, en la clínica de aves, los cirujanos veterinarios se enfrentan a una sola ave doméstica en su clínica, pero suele ser necesario hacer visitas para observar a un ave o una bandada en el lugar donde se alojan con es el caso de parques zoológicos. En ambos casos es esencial obtener una anamnesis exhaustiva y bien detallada, del dueño o del personal de 131
mantenimiento o cuidador para realizar el diagnóstico preciso, para ello es importante realizar las preguntas de forma sistémica y metódica. La obtención de la anamnesis clínica en la práctica aviaria es muy parecida y tiene muchos aspectos en común con la obtención de información en la práctica veterinaria general, por lo tanto es esencial hacer preguntas cuidadosas, metódicas y lógicas cuando se trata de aves.
18, 39
Al principio es importante obtener información básica del dueño y del paciente a partir de la hoja clínica:
39
Datos del dueño: nombre, dirección, número de contacto, dirección de correo electrónico.
Datos del paciente: especie, sexo, edad, identificación, origen y desde cuando pertenece al cliente.
Detalles clínicos generales: signos clínicos, duración de la enfermedad, actitud del ave, comportamiento, alimentación, regurgitaciones, vaciado (falconiformes), consistencia. y aspecto de heces, muda, peso corporal, estado reproductor y tratamientos que se hayan empleado antes.
Alojamiento: tipo de jaula, cercado o exhibidor, tamaño, materiales, vegetación, localización de la jaula, mobiliario, suelo, comederos y bebederos, contacto con otras aves.
Alimentación: tipo de dieta, cambio de dieta, almacén de alimentos, apetito y consumo de agua.
Las aves acuáticas saludables deben aparecer con los ojos brillantes y alertas, con plumaje liso. Si se observa dentro de un recinto o medio natural, enfermedad en las aves acuáticas, puede ser difícil de encontrarse ya, que se oculta dentro de la vegetación, o puede ser encontrado sentado inmóvil cerca del borde del agua. 18, 39, 76 El sobrecalentamiento puede ser visible con la boca abierta para respirar y la garganta constante, aleteo, lo que también puede verse en algunas aves como una señal de estrés.
76
132
6.4 Exploración física. La exploración física implica manejar o sujetar al ave, el manejo o sujeción pueden, a su vez ser diferentes. El manejo implica tocar al ave, pero no necesariamente limitarla físicamente por lo que no se inhiben sus movimientos ni su actividad. 42 Cuando más restringida esta el ave, menos normal estará lo que puede complicar la exploración y la interpretación de los resultados. Sin embargo cuando el ave esta envuelta en una toalla para poder explorarla, puede intentar picar al explorador, pueden aumentar sus frecuencias tanto respiratorias y cardiacas y es posible que no responda a estímulos visuales, u otros estímulos (Figura 61).
Por lo tanto la magnitud de la inmovilización debe limitarse sobre
todo al principio de la exploración, para poder obtener datos relativamente fiables.18, 42 El impacto del manejo y de la inmovilización puede reducirse de muchas formas, por ejemplo utilizando una luz suave o poniéndole una caperuza o una bolsa de tela en la cabeza. En algunos casos es necesario sedar al ave, pero hay que tener en cuanta el efecto de la sedación, especialmente en lo que se refiere a parámetros a los que puede afectar, como la frecuencia cardiaca, los valores hematológicos y la respuesta a estímulos.
39, 42
Figura 61. Sujeción de un loro con ayuda de una toalla (Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2009)
6.5 Peso y medidas morfológicas. Cuando se maneja o se sujeta a un ave siempre hay que pesarla (Figura 62). El peso proporciona datos importantes (especialmente cuando se combina con las medidas morfológicas, como las medidas de las alas o de las patas) que pueden utilizarse para evaluar la salud, seguir la respuesta al tratamiento y 133
para otras finalidades, como determinar el sexo, la taxonomía o proporcionar información para posteriores casos judiciales.
76
Figura 62. Obtención del peso de un ave mediante la bascula. (Foto: tomada de Avian Medicine, 2010)
En ocasiones es posible pesar las aves fácilmente, por ejemplo se pude poner una caperuza a un halcón y colocarlo sobre la balanza o la bascula sin dificultad.18 Los psitácidos generalmente permiten que el dueño las coloque en una báscula o se le puede sujetar suspendidas en una bolsa de tela en una balanza de resorte. Sin embargo, en muchos casos, el ave debe pesarse durante la inmovilización física. En este caso, el ave se coloca en una bolsa de tela pequeña o se le envuelve en una toalla y después se le pesa en una báscula o balanza. Cuando se registra el peso de ave, hay que tener en cuenta si ha comido recientemente y en especial si el buche contiene alimento. 18, 76 El uso de guantes puede ser apropiado en algunas especies, como aves de rapiña (Figura 63). En particular, el uso de guantes debe ser evitado en la manipulación de aves pequeñas. 18
Figura 63. Sujeción con guantes de un ave de presa. (Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos) 134
Las aves pequeñas , en particular las aves enfermas, pueden llegar a morir repentinamente por insuficiencia cardiaca ocasionada por el estrés de la contención.18
6.6 Exploración sistémica. Consiste en seguir un método adecuado y reducir el riesgo de omitir una parte determinada de la exploración o una intervención en especial. Estas omisiones pueden producir complicaciones o diagnósticos erróneos en las aves cautivas, e incluso tienen repercusiones más negativas cuando se explora un ave que vive en libertad que posteriormente se va a liberar cuando no existe la posibilidad de volver a capturarla para rectificar las omisiones. 76 Por lo tanto es necesario que el clínico realice un método lógico sistémico, ya establecido, o debe seguir un protocolo escrito o un diagrama de flujo.
76
El abordaje preferido para la exploración clínica sistémica es comenzar por la cabeza del ave y después ir bajando por el cuerpo, explorando las alas, el propio cuerpo, la cola, las patas y los pies. En todas estas fases, es importante comparar y contrastar la parte derecha con la izquierda. Así, lo que puede parecer una inflamación de la articulación del codo izquierdo puede ser una característica anatómica normal si se observa la misma inflamación en la articulación del codo derecho.
39, 76
Sin embargo, siempre hay que tener cuidado, porque las anomalías esqueléticas bilaterales no son infrecuentes. En esta fase pueden realizarse pruebas estándar sobre la parte determinada
del organismo que se esta
explorando. Así, por ejemplo, cuando se exploran los ojos debe tenerse la oportunidad de comprobar los reflejos pupilares y posiblemente también de explorar la cámara anterior, el cristalino, la cámara posterior y la retina con un oftalmoscopio. En el caso de las extremidades (alas y patas) deben flexionarse y extenderse todas las articulaciones, así como realizar movimientos de abducción y aducción.
76
El aspecto de un órgano o de una estructura suele relacionarse con la función, lo que puede suponer una dificultad para la exploración clínica. Distintos autores tienen sus propios abordajes; por ejemplo, algunos veterinarios 135
exploran la visión del ave, en especial comprobando que no hay deterioro visual evidente, durante la observación, y exploran el ojo cuando el ave esta inmovilizada. Otras pueden retrasar la evaluación de la función visual hasta después e la exploración física. Generalmente, el rendimiento locomotor se evalúa durante la exploración o al final de la exploración.
42, 76
Las superficies plantares de las patas siempre deben observarse con cuidado, porque las lesiones pequeñas, como los cambios degenerativos tempranos, pueden ser un signo importante del estado de salud del ave o proporcionar información básica útil sobre su manejo y cuidados. 42
6.7 La piel y plumaje. Las plumas deben ser de color uniforme. Es necesario tener en cuenta que ninguna de las áreas delgadas en las plumas individuales, es indicativos de enfermedad o problemas de nutrición durante el crecimiento de las plumas. Un área de plumas mate puede indicar una lesión subyacente. La presencia de un pequeño número de parásitos externos pueden ser una coincidencia. Un gran número de piojos de las plumas indican un ave debilitada. 42 (Figura 64)
Figura 64. Infestación de piojos en aves. (Foto: tomada de ehowenespanol.com, 2009)
También se debe observar la glándula uropigial, ver el grado de enrojecimiento, hinchazón y secreción anormal.
76
136
6.8 Cabeza y cuello. Tener en cuenta que ninguna de las heridas de músculo, perforaciones, laceraciones, desprendimiento de tejido subcutáneo, sean indicadores de algún tipo de neoplasia. La palidez general de las membranas, mucosas y la piel se puede observar en la pérdida de sangre y anemia. La cianosis puede ser vista con la piel engrosada y la pérdida de plumas puede indicar infección por tiña.
76
6.9 Pico. Se evalua el aspecto normal, cosnsistencia, simetria, pruebas de daños o lesiones. La morfologia normal varia mucho según la especie del ave y sus hábitos de almentación. 42 (Figura 65)
Figura 65. diferentes picos de las aves. (Foto: tomada de infovisual.info, 2008)
La evaluación se debe realizar de manera detallada, el ave puede estar en mal estado con problemas nutricionales o de enfermedad parasitaria. Es necesario considerar que no siempre las lesiones en piel con característica escamosa se deben a infección de ácaros como el Cnemidocoptes, el color marrón y crujiente se relaciona con la infección por viruela aviar, así como algún daño hepático. 42 La nariz debe estar limpia y abierta, comprobando la descarga. La boca se debe abrir y comprobar la presencia de placas, decoloración, área necrótica (raspar suavemente cualquier lesión y preparar frotis para el examen bajo el microscopio). 42, 71 Nota: revisar todas las áreas, incluyendo debajo de la lengua, la coana y la glotis.18 (Figura 66) 137
Figura 66. Exploración de la cavidad oral de un ave. (Foto: cortesía Dirección General de Zoológicos, 2009)
A los orificios nasales se les observa el tamaño y aspecto y la presencia o asusencia de exudados. La mucosa bucal se evalua de acurdo a el color y presencia de lesiones, aspecto normal de las estructuras asociadas, como la glotis. Esta varia según la especie, pero pueden tomarse muestras cuando el ave abre el pico. 42
6.10 Ojos y zona periorbitaria. Los ojos deben ser redondos y brillantes, depende la especie, puede aparecer hundido en las aves deshidratada, sombras alrededor de los ojos puede indicar presencia de epífora. 42 Es necesario comprobar si hay inflamación de los párpados y conjuntiva, o presencia de cuerpos extraños.
42
(Figura 67)
Figura 67. Irritación de membranas conjuntivas en aves. (Foto: tomada de aviario picaflor, 2009) 138
También se debe comprobar si hay hinchazón (unilateral o bilateral) justo por encima o debajo del ojo, por ejemplo, la sinusitis se ah visto asociada con varias infecciones respiratorias, puede ser examinado en las lesiones superficiales con fluoresceína. Se debe evaluar alguna diferencia en tamaño. Los parásitos (sanguijuelas, duela los ojos, afectación ocular) puede estar presentes. Puede llevarse a cabo una exploración oftalmológica completa.
18, 71
6.11 Oído. Son raros los problemas de oído, debe ser revisado en base a su anatomía (Figura 68) en
busca de pólipos, lesiones neoplásicas, infección. Se evalua la
presencia de exudados, cuerpos extraños y miasis. 71
Figura 68. Anatomia interna del oido de un ave. (foto: tomada de blogspot.mx, 2006)
6.12 Cuello. Se debe palpar cuidadosamente cualquier anomalía generalizada o inflamación localizada en el esófago. Se evalua que no haya inflamacion o impactación. 71 Es necesario palpar el esófago y buche (Figura 69). Un examen más detallado del esófago y buche puede ser realizado por endoscopia, esto puede requerir anestesia general. El esofago y buche pueden explorarse con un endoscopio y pueden obtenerse muestras. 71
139
Figura 69 Esofago y buche de un ave. (foto: tomada de blogspot.com, 2006)
6.13 Extremidades. A las alas se deben evaluar lesiones, heridas, fracturas, dislocaciones, plumas primarias y secundarias y cobertoras normales (Figura 70). Se combina con pruebas de funcionalidad como el vuelo. Se debe explorar y manipular las alas y las piernas con cuidado para las fracturas o dislocaciones. 71 Revisar toda la longitud de cada hueso largo, palpar y manipular cada articulación. Las alas deben ser examinadas una a una, mientras que la otra ala se mantiene sujeta con el cuerpo. 71 Las piernas deben palparse y explorarse de una en una, mientras que la otra pierna se mantiene contenida, en particular en las aves de patas largas. se evalua igual que las alas. Tambien se raliza pruebas de la funcion, capacidad del ave para quedarse de pie, caminar, correr, etc. Las piernas también se extienden entre sí respecto a la simetría.71 Es necesario inspeccionar las áreas sin plumas, comprobar
que no haya
trauma asociado. Observar cualquier área descolorida (pálida y fría, enrojecidos e hinchados o secos y con necrosis). En los pies se explora si hay heridas, inflamacion u otras lesiones, especialmente infeccion de patas u otras lesiones asociadas. 71 (Figura 71) Inspeccionar cuidadosamente la superficie plantar de los pies, observar que no existan lesiones. Comprobar si hay hinchazón conjunta indicativos de la gota articular y artritis. 42
140
Figura 70. Exploración de las alas de un ave. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
Figura 71. Lesión de una extremidad en un ave. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
6.14 Cuerpo. Palpar el cuerpo suavemente para cualquier anomalía localizada, se debe comprobar que los músculos pectorales sean simétricos. 42 Se evalua el cuerpo anterior craneal, observando que no haya heridas, lesiones, inflamaciones. Se combina con la auscultacion, palpacion y percicion. Se debe examinar el abdomen en busca de signos de distensión generalizada (por ejemplo, ascitis, obesidad) o masas localizadas (por ejemplo, retención de huevo, neoplasia, absceso).
42
Los riñones y el proventrículo pueden ser palpables en un ave normal. Un agrandamiento del hígado (hepatomegalia) puede ser palpable.
42
La palpación del abdomen a través de la cloaca es posible dependiendo del tamaño del ave y especie. La auscultación puede ser ineficaz, el ritmo cardíaco es muy rápido en la mayoría de las aves, la detección de anomalías en el 141
electrocardiograma puede exigir a una velocidad de papel 100cm/minuto. Un ruido corto, inspiratorio leve puede ser normal.
42
El ruido excesivo de las vías respiratorias puede estar asociado con un problema que afecta al tracto respiratorio superior (por ejemplo, infestación de nematodos , granuloma traqueal por Aspergillus o enfermedad grave de los sacos aéreos (por ejemplo, aspergilosis, clamidiasis / psitacosis , e infección respiratoria bacteriana).18, 42 Esperar una mayor frecuencia respiratoria en un ave restringida que en el mismo individuo antes de la restricción. El cuepo posterior caudal se evalua igual que el anterior. Tambien se incluye la exploracion de la cloaca. La cloaca se explora observando que no haya inflamacion, infiltracion de uratos y heces. Tambien se puede realizar endoscopia. Las plumas de la cola deben estar intactas, sin lesiones, marcadas por estrés, u otras lesiones. 42, 71 La clínica de las aves rapaces no difiere excesivamente de la realizada en el resto de aves, pero su manejo requiere unos conocimientos específicos. Las
rapaces que se suelen ver en la consulta son aves entrenadas para la cetrería, es decir, a la caza y suelen ser aves adiestradas por el propietario y por tanto de más fácil manejo que las rapaces salvajes. 18 Para el adiestramiento de estas aves se juega en cierta manera con la restricción del alimento hasta lograr un delicado equilibrio entre las necesidades nutricionales del animal y el comportamiento natural para la caza, de manera que si mantenemos al ave al límite de su peso garantizamos una mayor predisposición para cazar o simplemente para que regrese. 18 En primer lugar es necesario conocer las características biológicas del ave, saber con qué especie estamos tratando, la alimentación y las conductas en estado salvaje, el ecosistema donde viven, ya que no todas tienen los mismos requerimientos y éstos serán de vital importancia para el manejo clínico. Se debe conocer también los aspectos legales del animal, la documentación necesaria, protección de la especie y la legislación vigente. 18, 76 La consulta empieza con la elaboración una buena anamnesis; donde vive, qué come, donde y como está ubicada. Contar con un banco o posadero de madera en la consulta es necesario, ya que estos animales cuando están domesticados 142
suelen permanecer relajados y tranquilos parados en estos palos o perchas. El ambiente en la consulta debe ser tranquilo para no exaltar al ave.
18, 76
Para el exámen clínico se observará primero al ave en reposo y se pesará. La respiración, la postura y el plumaje son aspectos que se pueden valorar en el posadero. El peso nos da mucha información del estado físico y de la gravedad de la enfermedad.39 Para la manipulación se coge al ave por la espalda, inmovilizando las alas y las patas, posteriormente puede envolverse el cuerpo en una toalla para mayor seguridad. Se requiere tener especial atención en las garras de la rapaz, ya que son su principal defensa, nunca deben soltarse antes de soltar el cuerpo.
39
(Figura 72)
.
Figura 72. Sujeción física de un ave rapaz para exploración. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008)
El pico también puede lesionarnos en algunas especies, conviene tener la cabeza bien asegurada en todo momento. Durante la manipulación de la rapaz es necesario colocarle la caperuza para impedirle la visión, ella se queda más tranquila y nos permite un mejor manejo, y así nos aseguramos que el ave no sufre un estrés excesivo, ya que si está en mal estado físico un sobresalto innecesario puede agravar mucho la situación. 18 En algunos casos se puede usar la anestesia para el exámen clínico, sobre todo en aquellos casos donde el ave sea extremadamente estresable o grande para la manipulación. Cuidadosamente examinaremos las plantas de los pies para 143
comprobar que no existan rozaduras, ulceras o desgaste, ya que en cautividad permanecen mucho tiempo descansando en bancos y esto favorece las lesiones en estas zonas. 18, 39 La palpación de la musculatura pectoral puede ser de gran ayuda para hacernos una idea dela forma física en la que se encuentra el animal. Comprobaremos minuciosamente el estado de las plumas, que no estén rozadas o rotas. Revisaremos también los oídos, el pico y las narinas, que no tengan heridas, traumatismos y surcos. 39 Al igual que en otras aves se realizará la auscultación a nivel de pulmones y sacos aéreos, la exploración de la cavidad bucal y el exámen ocular. Para la toma de muestras de sangre se suele usar la vena cubital o basílica. Se extiende el ala y en su cara medial, muy superficial, se localiza la vena. La
compresión digital posterior es importante para evitar la formación de hematomas.38, 71 La hospitalización de las aves rapaces requiere de instalaciones que pueden ser sencillas pero aisladas dentro de lo posible del resto de animales, ya que muchos de ellos son por naturaleza la presa de la rapaz, así evitaremos situaciones de estrés. Cuando el ave está muy debilitada, el soporte de temperatura mediante incubadoras será importante. Algo recomendable es proteger las plumas de la cola mediante una funda hecha con una placa de radiografía, ya que es fácil que durante el manejo diario puedan estropearse las plumas. 18 Una vez que el exámen físico se ha completado de manera general en cualquier ave, y el ave ya esta en libertad, hay que observar su capacidad para recuperarse. Las aves con algún grado de debilitamiento tardarán más en recuperarse. 18, 39 Esto puede ser visto como una incapacidad de las aves para restablecer su respiración. La mayoría de las aves sanas se recuperan en menos de 5 minutos. 76 144
Los resultados de un exámen físico sólo debería ser una parte de una evaluación de la salud. Es una buena opción reunir y evaluar algunos parámetros de laboratorio. Esto no tiene que ser amplia o costosa.
76
La observación directa y los exámenes de excretas son rápidos y económicos a comparación de otros procedimientos que pueden completar la evaluación. Un montaje húmedo o directo fecal es una gran pantalla para los parásitos protozoarios y levaduras. 76 La mayoría de los psitácidos deben tener las bacterias fecales que son en su mayoría bacilos Gram positivos y cocos. Al igual que con cualquier protocolo de evaluación de la salud los resultados pueden variar con la experiencia del examinador y la cantidad de información disponible.
145
71
CAPÍTULO 7. PRÁCTICA DE EXÁMEN CLÍNICO EN MAMÍFEROS. El exámen físico es una parte integral de la investigación de un problema de la enfermedad y también debe ser parte de la rutina de control de enfermedades, por ejemplo, los controles de cuarentena, de salud anual, los animales que participan en programas de reintroducción y translocación. El exámen físico completo utiliza los sentidos de la vista, oído, olfato y el tacto del examinador. Para llevar a cabo un exámen físico, es beneficioso ser consciente de la apariencia normal y las características anatómicas de las especies en estudio. Los resultados de un exámen físico de los mamíferos se deben utilizar en conjunción con su historia clínica, el exámen de su entorno inmediato si alcance o en cautividad, la gestión de la apariencia de las heces (excrementos), y otras pruebas libres según corresponda.
66, 78
Al examinar a un individuo de una especie desconocida, cada esfuerzo se debe hacer para obtener información de su anatomía, fisiología y condiciones clínicas.78 El exámen físico debe realizarse de manera sistemática, progresando desde la cabeza hasta la cola o en todos los sistemas del cuerpo, dependiendo de la preferencia del operador. Es importante desarrollar un enfoque metódico para evitar omitir el exámen de cualquier parte del cuerpo o sistemas.
78
Las estructuras bilaterales siempre deben compararse entre sí por la asimetría. Se recomienda no centrarse en la zona o sistema donde se percibe el problema que hay desde el principio. Esto reduce el riesgo de no reconocer los problemas importantes y alienta a la identificación de los problemas concurrentes. La detección de anomalías no debe distraer al examinador de completar el exámen clínico completo a menos que esto puede complicar el proceso de la enfermedad o causa de dolor excesivo. 46, 78 Para los animales, excepto cuando hay una condición que amenaza la vida (por ejemplo, hemorragia , obstrucción de la respiración), no debe llevarse a cabo un exámen físico completo hasta que el animal ha tenido la oportunidad de descansar en silencio y estabilizar la condición después del tr ansporte.
146
46
Los resultados del exámen clínico deben ser utilizados para preparar el plan de diagnóstico para los mamíferos. El acrónimo "SOAP" puede ser utilizado como una guía para el exámen. 46 S = Evaluación subjetiva. Se refiere al comportamiento del animal (brillante, alerta, en respuesta, receptivo, se derrumbó, en estado de coma). O = Evaluación objetiva. Tomar nota de los resultados del exámen clínico en un formato estándar. A = Evaluación. Hace referencia a las conclusiones de los exámenes subjetivos y objetivos, detallando los problemas clínicos en orden de prioridad. P = Plan. Formular un plan de diagnóstico y tratamiento para el manejo de casos. Se debe tomar siempre una historia clínica detallada antes de proceder al exámen físico. Antes de iniciar el exámen físico, siempre se pregunta al cuidador sobre el temperamento de los animales. La exploración física debe realizarse de manera coherente que incluya todos los sistemas del cuerpo. El examinador debe estar familiarizado con los signos vitales y signos de la salud y la enfermedad del ejemplar a evaluar.
78
Se recomienda observar al mamífero desde lejos y desde múltiples direcciones, posteriormente, realizar un exámen detallado desde la cabeza y continuar hasta el cuerpo del animal. Se deben observar y palpar todas las áreas del cuerpo.78 El exámen físico de un gran mamífero debe seguir la misma rutina que para el exámen físico de mamíferos pequeños. Se debe tomar siempre una historia clínica detallada de cualquier especie a tratar antes de proceder al exámen físico.
14
Es importante realizar un exámen a fondo, ya que los mamíferos
pequeños rara vez muestran signos evidentes de enfermedad.
2
7.1 Evaluación del mamífero en su medio ambiente inmediato. La información puede ser obtenida mediante el exámen de los alrededores inmediatos de los mamíferos La capacidad de examinar los alrededores inmediatos de los mamíferos puede variar considerablemente dependiendo si
147
el individuo está en libertad (vida silvestre, translocación o estudio de campo) o en cautividad (zoológico, colección privada, animales de compañía).
36
Los mamíferos silvestres con frecuencia se presentan en un hospital de fauna o clínica veterinaria. En este caso, el examinador debe tomar una historia completa como sea posible, incluyendo la descripción del entorno local donde se encontró el mamífero. Permitir al examinador la visita del hábitat local si es necesario, sobre todo si la investigación de un problema afecta a varios individuos.
36
Cuando se realiza el exámen del hábitat local y observación del
entorno para los mamíferos en libertad, es necesario tener en cuenta todos los aspectos que pueden indicarnos enfermedad en el ejemplar, tales como la presencia de heces pegadas por la parte trasera del animal puede indicar prolongada postración o un mal hábitat. 36 Para los problemas de un grupo en particular, el exámen de la jaula, caja o el medio ambiente local, donde está ocurriendo el problema puede ser vital. Para el exámen de los mamíferos salvajes en un entorno en cautividad, es importante la observación del alojamiento del ejemplar para su evaluación.
36, 78
(Figura 73)
Figura 73. Observación de un felino para evaluación (Foto: tomada del manual de dirección general de vida silvestre, 2001)
Los factores físicos como la temperatura, humedad relativa, ventilación, drenaje y la condensación dentro del recinto para la especie, son de suma importancia para la exploración. Un fuerte olor a amoniaco dentro del alojamiento puede indicar sustrato contaminado con la orina y las heces, también puede ser indicativo de una ventilación inadecuada en el caso de pequeños mamíferos.
148
La naturaleza irritante del amoníaco puede aumentar el riesgo de enfermedades respiratorias. Se debe tomar en cuenta la presencia de vómito o alimentos regurgitados. 4, 46 Evaluar los métodos de suministro de alimentos y agua, así como la altura y número de sitios en relación con el tamaño del grupo, la forma
de los
contenedores, métodos de disposición para la especie y la presencia de depósitos de alimentos. 4 Se deben evaluar las áreas de refugio dentro del recinto para que los animales contenidos puedan escapar de los individuos dominantes, lo que reduce los niveles de estrés y los riesgos de agresión física y trauma. Los excrementos deben ser examinados visualmente, teniendo en cuenta la cantidad, color y consistencia. 4, 46 Las causas mas comunes de diarrea se pueden deber a enteritis bacteriana (colibacilosis, salmonelosis, enfermedad de Tysser en pequeños mamíferos), infecciones por rotavirus y enteritis por clostridium y enterotoxicosis en pequeños mamíferos. 18 La orina puede variar en color desde el amarillo pálido al naranja, marrón o rojo oscuro. La hematuria es vista con urolitiasis y en trastornos uterinos.
66
7.2 Observación. La primera etapa en la exploración física de un mamífero es la observación, preferiblemente sin que el mamífero se entere que está siendo observado. La observación es particularmente valiosa para los mamíferos silvestres cuando la exploración física consciente no es posible y por lo tanto la contención química es esencial para llevar a cabo un exámen físico completo. 78 Tomar en cuenta que algunos mamíferos depredadores pueden tratar de ocultar su enfermedad, lo que es una táctica de supervivencia. Se debe describir el comportamiento general del animal (brillante, alerta, en calma, receptivo, se derrumbó, en estado de coma). Tener en cuenta cualquier cambio en el comportamiento.
78
Observar los patrones de comportamiento anormales, por ejemplo, en círculos o movimientos repetitivos estereotipados. Es necesario considerar la interacción entre el individuo y otros miembros del grupo, teniendo en cuenta lo 149
que es normal para esa especie. Los cambios en las interacciones sociales pueden indicar enfermedad. Los signos generales de la enfermedad incluyen la calidad del pelaje, aspecto encorvado, ojos parcialmente cerrados, posición de la
cabeza,
postración
prolongada,
esfuerzo
y
escalofríos.
Algunas
vocalizaciones pueden indicar dolor. 46, 66 El sobrecalentamiento (Insolación, golpe de calor y fiebre) puede estar asociado con signos tales como respiración de boca, sudor, que el ejemplar esté descansando lo más lejos de fuentes de calor artificial como sea posible y descansando en la sombra.
18, 46
La hipotermia (enfriamiento) puede estar asociada con signos tales como, escalofríos y piloerección (pelos de punta).46
7.3 Evaluación del dolor. Puede ser difícil evaluar el dolor en los animales, especialmente en las especies de presa. Es necesario comprender la conducta normal para la especie con el fin de interpretar correctamente los signos conductuales de dolor. La hiperactividad frecuentemente se relacionada con el estrés.
4, 31
7.4 Manejo para el exámen físico. Es necesario anticipar una planificación y contar con los recursos necesarios para la exploración física y pruebas complementarias. Una preparación adecuada significa que el período de restricción física o química puede ser reducido al mínimo.18, 31 Con el fin de llevar a cabo un exámen físico adecuado, el animal deberá estar debidamente restringido. Un buen sistema de seguridad debe evitar lesiones al mamífero, al manipulador o la persona que lleva a cabo el exámen. Cubrir los ojos del ejemplar puede ayudar a mantener a muchos mamíferos en calma durante el exámen físico y también reduce su capacidad de ataques directos a los manipuladores (Figura 74). La seguridad de las personas debe ser de suma importancia cuando se considera el manejo para realizar la exploración física. 18, 46
150
Antes de comenzar el exámen, es importante considerar el potencial de armas que poseen los mamíferos y que pueden utilizar en su defensa, tales como cuernos, astas, espuelas, cascos, garras y dientes. 46
Figura 74. Exploración de un venado con los ojos cubiertos (Foto: tomada por el autor, 2011)
Es necesario minimizar el tiempo durante el cual el animal debe ser restringido, antes de la captura para el tratamiento, asegurar la preparación de todos los procedimientos que deben llevarse a cabo y que todos los equipos y medicamentos necesarios estén listos. Esto minimizará el tiempo de manipulación y reducirá el grado de estrés.
46
Algunos animales están entrenados para permitir la exploración física sin restricciones. Esto es cuando se ha entrenado al animal usando un manejo de tipo conductual .46 El riesgo de miopatía por captura varía entre las especies de mamíferos, pero debe tenerse en cuenta al planificar un manejo para exploración. La restricción física prolongada aumenta el riesgo del desarrollo de la miopatía por captura . 31,
78
Cuando se utilizan dardos para sedación del
ejemplar, se debe tener en cuenta el tamaño de la aguja, el volumen, viscosidad del fluido y la cantidad de energía utilizada para proyectar el dardo, debe ser adecuada al tamaño de la masa muscular y el espesor de la piel. El uso inadecuado de los equipos y materiales puede causar serios daños al animal. 46, 78
7.5 Manipulación. El estrés de la manipulación puede resultar en la liberación excesiva de catecolaminas y los esteroides endógenos, los cuales pueden causar taquicardia, hipertensión, hiperglucemia y perfusión renal reducida y algunos 151
cambios que pueden comprometer aún más un individuo enfermo. En pequeños mamíferos se debe tener cuidado en no obstruir las fosas nasales, recordar que un movimiento brusco por el animal durante un procedimiento clínico, tales como la punción venosa, puede resultar en iatrogenia y lesionar tejidos (laceración y formación de hematoma). En pequeños mamíferos es recomendable contenerlos en una toalla, esto puede ser útil si el mamífero se estresa demasiado. 31, 36, 46
7.6 Peso y Condición Corporal. La medición del peso corporal es una parte importante de la exploración física. Los cambios en el peso (por lo general la pérdida de peso) son comunes en los mamíferos enfermos. Se puede medir observando al mamífero en las aéreas de grandes masas musculares o de igual manera realizando palpación de las masas musculares de cada extremidad. También es útil la observación y palpación de vertebras dorsales y lumbares como se realiza en las especies domesticas. En pequeños mamíferos se puede obtener el peso exacto del ejemplar a través de una báscula. 36, 78 (Figura 75)
Figura 75. Evaluación de la condición corporal en un lobo ártico. (Foto: tomada por el autor, 2009)
El
peso
normal
y
la
condición
corporal
puede
ser
visto
de
manera hiperaguda o aguda. La pérdida de peso corporal y la condición puede ser causa de alguna enfermedad crónica. El peso normal puede variar en gran medida con la temporada, sobre todo en los mamíferos que hibernan. La pérdida de peso se puede observar de forma natural en las hembras lactantes o cuando se produce un período de ayuno prolongado debido a la búsqueda de alimento. 82 152
El estudio de la condición corporal se debe realizar en base a la especie de mamífero, teniendo en cuenta la variación con la edad, sexo, estación del año y región. 82
7.7 Temperatura. La temperatura normal del cuerpo para las especies de mamíferos varía con el tamaño de su cuerpo, en general, la temperatura corporal es mayor en las especies con un peso corporal bajo y con alta tasa de metabolismo basal.
46, 66
La temperatura normal del cuerpo es generalmente más bajo para mamíferos marsupiales que los mamíferos euterios (placentarios).46 Se puede observar una variación en la temperatura del cuerpo en las especies que pueden sufrir períodos de letargo, hibernación o estivación. Los mamíferos son habitualmente homeotermicos. 78 La temperatura corporal se incrementará en un animal que recientemente ha estado haciendo ejercicio, en comparación con un individuo en reposo. El aumento de la temperatura corporal puede producirse como consecuencia del golpe de calor, hipertermia asociada con miopatía de captura y fiebre con la inflamación o infección. 78 Es importante recordar que puede haber una variación significativa diurna de la temperatura corporal. La temperatura corporal puede aumentar debido a la manipulación, a la mayor actividad y el estrés que el procedimiento puede implicar. 18 La observación del comportamiento de los animales pueden proporcionar una guía útil para determinar si la temperatura esta en aumento (respiración con la boca abierta, si el ejemplar está descansando lo más lejos de fuentes de calor artificial como sea posible y descansando en la sombra) o reducido, por ejemplo, animales acurrucados en grupos y con escalofríos.
18, 66
La evaluación aproximada de la temperatura corporal se puede medir a través de la palpación de la superficie del cuerpo (por ejemplo, extremidades frías). La temperatura se puede obtener mediante un termómetro de mercurio o digital, la mayoría de los casos se obtiene vía rectal, pero también puede ser tomada en
153
diferentes áreas, como en la axila o zona inguinal, depende la especie de mamífero. 82
7.8 Frecuencia cardiaca y respiratoria. La frecuencia respiratoria, el carácter y la profundidad se miden mejor cuando el mamífero está tranquilo, se recomienda medirse antes de comenzar el exámen físico. La frecuencia cardíaca se puede medir por auscultación mediante el estetoscopio.
82
El pulso se puede medir mediante la colocación de los dedos sobre la arteria carótida, femoral interno (lado posterior de la pierna), coccígea (debajo de la cola) y facial (en la mandíbula). La frecuencia del pulso y la frecuencia cardiaca deben coincidir si el corazón está funcionando correctamente para bombear sangre a todo el cuerpo. El pulso suele ser mayor en los animales más pequeños que en las especies más grandes y puede ser muy rápido en los pequeños mamíferos. 66, 82 Se debe considerar cualquier anomalía, por ejemplo, déficit de pulso y calidad variable. Así mismo es importante obtener el registro de la frecuencia respiratoria de los mamíferos, considerando al animal en un estado tranquilo, ya que los movimientos bruscos y el estrés, aceleran tanto el pulso como la frecuencia respiratoria. 82
7.9 Cabeza y cuello. Examinar cuidadosamente la cabeza y el rostro del ejemplar, así como los signos de dolor, inflamación o asimetría. 66 Tener en cuenta la presencia de heridas (pinchazos, laceraciones, desprendimiento del cuero cabelludo, neoplasias, lesiones, cicatrices y parásitos externos. Comprobar si hay fracturas. Examinar la piel sobre la cabeza como parte del exámen general y la piel en todas las zonas del cuerpo.46, 66 Una piel escamosa, blanca, engrosada y la pérdida de pelo en el rostro, pueden indicar infección por tiña (hongos de la piel). Las áreas de pérdida de pelo en un área en particular pueden indicar un problema de enfermedad que causa el mamífero al lamer o rascar la zona. Esto debe dirigir el examinador a 154
una inspección más cercana de la zona. Realizar percusión sobre los senos paranasales (maxilar y frontal) de manera adecuada para las diferentes especies de mamíferos, con el objetivo de detectar líquido en las cavidades. 66
7.10 Ojos y zona periorbitaria. Se deben examinar de cerca los ojos, la evidencia de la asimetría en términos de posición de los ojos (estrabismo), tamaño de los ojos, párpados caídos (ptosis), tamaño de las pupilas (anisocoria) e inflamación local.4 La inflamación alrededor de los ojos puede ser causada por una serie de problemas (abscesos, tumor es, infección de los tejidos, infección en los ojos o enfermedad de las glándulas salivales). Cuando existan anomalías en la posición de los párpados, posición del ojo o tamaño de la pupila, es necesario realizar un exámen neurológico completo, incluida la evaluación de todos los nervios craneales. En los mamíferos, la forma normal del iris y la pupila varía con la especie. El ojo puede parecer hundido en animales deshidratados. 4, 46 Se debe tener en cuenta la forma del globo ocular, que sea similar para ambos ojos. La ruptura del globo ocular ocurre comúnmente después de un traumatismo, el prolapso del globo ocular (proptosis) es particularmente común en los mamíferos pequeños, por ejemplo los erizos.4 Es importante observar en ambos ojos la evidencia de la nubosidad o la opacidad que puede ser debido a traumas, úlceras e infecciones. Los ojos normales deben ser transparentes, brillantes y húmedos, pero sin epifora. 4, 66 Es necesario observar la presencia de lesiones superficiales, rasguños y úlceras cornéales, las cuales pueden ser identificados con fluoresceína (Figura 76).
El pelaje alrededor de los ojos puede indicar aumento de la secreción
ocular (epifora) causada por la irritación, trauma o infección. 4, 78
Figura 76. Ulcera corneal superficial en un mamífero. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2006) 155
Se debe examinar cuidadosamente la esclera, párpados (incluyendo el tercer parpado) o la membrana nictitante, así como las membranas conjuntivales en ambos ojos, tener en cuenta su color y apariencia. Aplicar una suave presión digital en el globo ocular sobre el párpado superior para facilitar la exploración del tercer párpado. 4 El Aumento de enrojecimiento de la conjuntiva puede indicar inflamación o infección local. Los cambios de color rosa a amarillo, puede indicar ictericia. Se debe tomar en cuenta la presencia de parásitos y la presencia de huevos de mosca. 4, 18 Es necesario evaluar cuidadosamente el reflejo palpebral en ambos ojos. Aplicar suavemente una ligera presión en los ojos para evaluar si existe alguna masa o líquido detrás del globo ocular. La exploración oftalmológica completa se debe llevar a cabo en caso de que sea necesaria o si existe alguna anomalía en la exploración.
4
7.11 Conducto auditivo. Examinar cuidadosamente y palpar alrededor de cada pabellón auricular observando que no exista molestia o inflamación, así como la presencia de lesiones en el oído externo (por ejemplo, mordeduras o hematomas).Observar que no haya algún olor anormal o secreción del oído en caso necesario describir la apariencia, la cantidad y volumen (cera, pus, marrón, negro). Observar la conformación del canal auditivo, si existen signos de engrosamiento del tejido local, podría sugerir una enfermedad crónica.66 El exámen otoscópico del conducto auditivo externo y la membrana timpánica, se debe realizar cuando se detecta una anormalidad a la exploración. Tener en cuenta que se debe requerir un exámen minucioso lo cual es necesario sedar al ejemplar, también es útil en mamíferos silvestres o para aquellos en los que el exámen sería doloroso. El exámen otoscópico es particularmente importante para los mamíferos que muestra una inclinación de la cabeza o ataxia. Se debe comprobar que no haya infecciones de ácaros en el canal auditivo, examinar si hay pólipos neoplásicos, lesiones o alguna infección. 4, 66
156
Observar que no exista la presencia de huevos de mosca causada por alguna miasis. Se debe evaluar la audición, evaluar la respuesta al sonido (por ejemplo un aplauso) y la capacidad de detectar la dirección de la fuente del sonido.
18, 66
7.12 Nariz. Se deben explorar las fosas nasales, descargas, (ya sea unilateral o bilateral), cambios de color y neoplasias (Figura 77). Las fosas nasales deben estar limpias y abiertas. Revisar la simetría, flujo de aire y olores anormales. Palpar el área y observar la evidencia de inflamación o dolor. 66
Figura 77.Carcinoma afectando la nariz de un felino. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2006)
7.13 Cavidad oral. La boca y los dientes deben ser examinados cada vez que se presenta un mamífero para su exámen físico (Figura 78). Se debe tener cuidado al examinar la boca de todos los mamíferos para evitar las heridas por mordedura al examinador. La salud humana y la seguridad del ejemplar debe ser una consideración primordial. 66
Figura 78. Exploración de la dentición de un grande felino.. (Foto: tomada por el autor, 2011)
157
La técnica de sedación o anestesia general puede ser útil para realizar un exámen detallado o prolongado de la cavidad oral. La mandíbula debe aparecer simétrica, con los dientes de manera uniforme. La asimetría o desigualdad puede ser indicativo de fractura de mandíbula o dislocación. Se debe examinar la lengua observando que no existan anormalidades. Examinar las membranas, mucosa oral, observando su color y el tiempo de llenado capilar (medida del suministro de sangre local con el tiempo necesario para que el color vuelva a la zona de la mucosa después de realizar una ligera presión con un dedo). El tiempo normal de llenado capilar es de aproximadamente uno a dos segundos. 66, 82 La palidez general de las mucosas y tiempo de llenado capilar aumentado, se puede ver asociado a la pérdida de sangre, anemia y shock. 18 Se debe examinar la dentición, observar la fórmula dentaria y cualquier anormalidad, esta varía según la especie de mamífero. Se Puede buscar cualquier evidencia de mala oclusión de los incisivos y molares. Se debe comprobar que no haya fracturas dentales, en los animales silvestres es común encontrarlas después de un accidente. En los animales de zoológico, las fracturas se asocian a las accidentes durante la captura, morder objetos duros en
recintos, en el exhibidor o la competencia con otros animales. Las
patologías conductuales como el mascar en las barras de metal, alambres u otros objetos duros, pueden debilitar los dientes y predisponen a fracturas.
18, 46
Evaluar la condición dental de los signos de desgaste excesivo. Observar la evidencia de caries o enfermedad periodontal (gingivitis). Se debe tenerse en cuenta la presencia de halitosis y olores anormales. Los signos de la salivación excesiva pueden indicar dolor o malestar de la cavidad oral. 66 La exploración de la cavidad oral se debe realizar con cuidado y sin demasiada fuerza, abrir la boca completamente permitiendo una breve inspección visual del paladar duro y blando, así como la parte posterior de la garganta como sea posible. Las anomalías deben ser investigadas con un exámen neurológico completo, incluida la evaluación de todos los nervios craneales. 78 Se debe palpar sobre las áreas de las glándulas salivales observando cualquier inflamación o asimetría. 66 158
7.14 Cuello. Palpar con cuidado a lo largo de la longitud del cuello observando la asimetría, inflamación, dolor, rigidez y espasmos musculares. Palpar cuidadosamente de manera generalizada y detectar cualquier inflamación localizada en el esófago. Tener en cuenta el rango de movimiento en la flexión del cuello del ejemplar.
66
Es necesario palpar sobre la tráquea, longitud y huesos hioides, observando si se produce el reflejo de tos o náuseas. Revisar cuidadosamente las lesiones ocultas debido a las trampas o captura, así como la presencia de laceraciones y heridas punzantes. El exámen del pulso yugular puede formar parte del exámen cardiovascular, especialmente en artiodáctilos y perisodáctilos. Se debe auscultar sobre la tráquea para la detección de ruidos procedentes de las vías respiratorias superiores que deben ser diferenciadas de las de los pulmones. Se debe palpar la glándula tiroides para determinar si existe alguna evidencia de la ampliación unilateral o bilateral, sobre todo si la historia clínica es sugestiva de un problema endocrino.
66, 78
7.15 La piel. Es importante tener en cuenta el aspecto general de la capa (piel, espinas, vibrisas) y la condición, por ejemplo, que se encuentre mojada, sucia, limpia, con sangre o con infección (Figura 79). El aspecto de la piel proporcionará una guía útil para determinar si el animal está en buenas condiciones o en un estado debilitado. Las manchas pueden estar relacionadas con las heridas, parásitos y evidencia de prurito. Observar que no existan heridas presentes y caracterizar los términos de tamaño, ubicación y grado de infección. 66, 78
Figura 79. Sarna en un erizo. (Foto: tomada de diagnostico veterinario.com, 2008) 159
Comprobar la presencia de parásitos externos como las pulgas, piojos y garrapatas. Tener en cuenta la especie, número
(indicación exacta o
aproximada) y la distribución. Se debe prestar especial atención a la exploración de los sitios preferidos para los parásitos externos como las axilas, la ingle, periné, fisuras del casco, ojos y oídos.
66, 78
Un gran número de parásitos como los piojos puede ser un indicio de debilidad general. La presencia de un pequeño número de parásitos externos puede ser accidental.66 Cuando las larvas están presentes en la superficie también pueden estar presentes en la piel y profundamente en el animal. Si los huevos o larvas de mosca desarrollados se encuentran en la piel del animal, es sumamente importante explorar todos los orificios (ojos, oídos, boca y perineo). Se revisa sistemáticamente el pelo sobre múltiples áreas del cuerpo al examinar la piel, en busca de lesiones tales como mordeduras, pápulas, máculas y pústulas. 4, 66 Se examinan todos los orificios del cuerpo, incluyendo el ano, la vulva, el prepucio, la evidencia de hemorragia , secreción, parásitos y crecimientos anormales. También se observa el perineo y los cuartos traseros para pruebas de heces. Se evalúa la "persistencia del pliegue cutáneo" como una medida del estado de hidratación de los mamíferos. Se debe levantar suavemente un pliegue de piel entre el pulgar y el dedo índice y liberarlo, teniendo en cuenta el tiempo que se tarda en recuperar su posición normal, en un mamífero sano, tarda de uno a dos segundos.18, 66
7.16 Nodos Linfáticos. Explorar sistemáticamente todos los nodos linfáticos superficiales, así como la asimetría que puede indicar que existe inflamación, infección o neoplasia . Se deben examinar los ganglios linfáticos superficiales, progresando desde la cabeza hacia atrás. Los nodos que se observan pueden depender de las especies de mamíferos que se examina por ejemplo, submandibular, preescapular, axilares, inguinales, poplíteo y ganglios retrofaríngeos.
160
66, 78
Los ganglios linfáticos mamarios deben ser examinados con cuidado, particularmente en mamíferos lactantes. La Inflamación de los ganglios linfáticos puede deberse a infección o lesiones.66, 78
7.17 Zona pectoral. Palpar suavemente en todas las zonas del cuerpo en busca de evidencia de inflamación, observar la asimetría. Examinar la caja torácica así como las áreas de dolor en caso de que estén presentes, deformidad o fracturas. Tener mucho cuidado al modificar la posición de los mamíferos que muestran dificultad con la respiración. 46, 66
7.18 Sistema cardiovascular. Palpar ambos lados del pecho y detectar la zona donde el latido del corazón es más fuerte. Tener en cuenta el conocimiento de la anatomía normal de la especie en estudio, se pueden detectar las anomalías en la posición y el tamaño del corazón. 2, 66 Examinar que no existan soplos cardíacos los cuales son detectables a la exploración. La auscultación del corazón se debe realizar en ambos lados del pecho colocando el estetoscopio sobre varias áreas, así como las válvulas del corazón. Examinar los sonidos del corazón, que sean claros y distintos. Combinar el examen del tórax con la evaluación de los pulsos periféricos. El corazón debe ser auscultado por un breve período, mientras que al mismo tiempo se examina el pulso. 2, 66, 78
7.19 Sistema respiratorio. Se debe auscultar ambos lados del pecho en sus múltiples áreas y observar que no haya ruidos respiratorios anormales, por ejemplo, sonidos, sibilancias, crepitaciones. Auscultar sobre la tráquea y la entrada torácica para la detección de ruidos que se refiere en el tracto respiratorio superior. 36 Percutir sistemáticamente sobre los campos pulmonares para detectar áreas de opacidad que puede indicar la consolidación del tejido subyacente (por
161
ejemplo neumonía). Combinar el examen del tórax con la observación de la frecuencia respiratoria, profundidad y carácter. 36
7.20 Auscultación. Auscultar el corazón y los pulmones como en otros mamíferos. Preferiblemente utilizar un estetoscopio adecuado para la especie de mamífero a examinar. Auscultar el tórax en conjunto, que abarca los cuatro cuadrantes. 2, 36
7.21 Abdomen. Palpar suavemente en todas las zonas del cuerpo en busca de evidencia de inflamación, observar la asimetría, calor, dolor y tumores. 4 Examinar el abdomen en busca de signos de distensión generalizada, por ejemplo ascitis, obesidad y hemorragia o masas localizadas, tales como un derrame peritoneal, neoplasia y abscesos (Figura 80). En los mamíferos lactantes huérfanos, el abdomen puede ser dilatado debido a la presencia de orina retenida y heces. Observar si hay evidencia de hernia umbilical o inguinal, se debe realizar percusión sistemáticamente sobre el abdomen. En un mamífero normal los riñones pueden ser palpables. El agrandamiento del hígado (hepatomegalia) puede ser palpable y es un hallazgo anormal.
4, 66, 78
Figura 80. Palpación del abdomen de un grande felino. (Foto: tomada por el autor, 2010)
Evaluar si el sistema gastrointestinal se siente vacío, lo que indica que el animal no se ha alimentado durante algún tiempo. Palpar la zona del intestino grueso para evaluar el volumen y la consistencia de sus contenidos. 162
Auscultar el abdomen para escuchar la evidencia de mayor disminución de los ruidos intestinales. 66 El conocimiento de la anatomía y la fisiología del tracto gastrointestinal de la especie en cuestión, es elemental para predecir la frecuencia normal de los sonidos intestinales, sobre todo en los rumiantes. Examinar las glándulas mamarias, así como el calor, inflamación, dolor, secreción del pezón o neoplasias. Examinar alrededor del ano, vagina o prepucio, para detectar la presencia de hemorragia, secreción, tumores o parásitos. Palpar los testículos de los mamíferos en los que descienden a una posición escrotal y observar si hay asimetría en tamaño, forma y consistencia.36, 66, 78 Palpar el cuerpo y el hueso del pene, observar la evidencia de inflamación, dolor, forma anormal o tumores. Se puede realizar un exámen rectal para la exploración de los sacos anales, la próstata y el recto. 36
7.22 Sistema gastrointestinal. Se requiere conocer la anatomía de la especie a explorar para evaluar el sistema gastrointestinal. El estómago se palpa como una estructura suave, en forma de “C” a la derecha de la línea media, inmediatamente caudal a la caja torácica. Su consistencia no debe ser firme o timpánico y debe ser compresible a la palpación suave. 2, 14 El estómago no puede ser palpable con facilidad si es normal, en caso de inflamación, se palpa fácilmente. En estasis gástrica, se puede palpar a la derecha una masa redondeada de consistencia dura inmediatamente caudal a las
costillas.
En
caso
de
obstrucción
intestinal,
el
estómago
es
extremadamente distendido con líquido y gas. Así mismo se deben palpar los intestinos y observar que no haya signos de dolor. 2, 14, 66
7.23 Hígado y el bazo. El bazo normalmente no es palpable. El hígado no suele ser palpable cuando es normal, en caso de alguna patología, se puede detectar fácilmente. 36
163
7.24 Sistema urogenital. Se debe evaluar mediante la palpación, la cual revela el tamaño, contorno o textura de uno o ambos riñones y comparar si es anormal. Los uréteres normalmente no son palpables, excepto en casos que se presente cálculo uretral. La vejiga se encuentra caudal al abdomen, no siempre se puede palpar. Explorar con cuidado la vejiga, ya que tiene una pared delgada y puede romperse si se manipula de manera inadecuada, sobre todo si la uretra está parcialmente obstruida. Los urolitos pueden ser palpables. La vejiga se puede sentir pastosa con hipercalciuria, turgente en caso de bloqueo de la uretra. La vejiga puede llegar a ser muy distendida. El útero normalmente no es palpable en los individuos que no están gestantes. La forma difusa o focal indica la ampliación del útero lo cual se evalúa como una patología uterina. 4, 14, 66
7.25 Genitales externos. Para evaluar los genitales externos es necesario conocer la anatomía de la especie a explorar, se deben evaluar los genitales externos y las glándulas mamarias. En pequeños mamíferos es necesario confirmar el sexo del ejemplar para realizar el exámen físico. 4, 36 Tanto en hembras como en machos, hay glándulas odoríferas en los pliegues de la piel a cada lado de los genitales. Se puede detectar una pequeña cantidad de secreción glandular (cera marrón), lo cual es normal. Los testículos pueden ser contraídos en el abdomen si el mamífero está estresado o enfermo. Es necesario observar que no haya dolor a la palpación o alguna secreción o inflamación.36, 46 La inflamación testicular puede indicar orquitis, epididimitis, mixomatosis, neoplasias testiculares y espiroquetosis venérea. El prepucio puede mostrar signos de trauma o infección secundaria después de una mordedura. El prepucio puede estar inflamado, con pápulas, úlceras o con hiperqueratosis.36 En las hembras, es necesario tener en cuenta cualquier inflamación o secreción vulvar de manera anormal. La vulva es normalmente seca y de color rosa pálido, pero cuando la hembra es sexualmente receptiva, se observa húmeda, inflamada y de color rojo púrpura. 46 164
Después del apareamiento, vuelve al color rosado normal.
El flujo
vaginal puede ser relacionado con metritis o piometra. A la exploración de las glándulas mamarias, se debe evaluar
que no haya inflamación y
secreciones.46, 66
7.26 Sistema músculo esquelético. El exámen se debe combinar con una evaluación de la marcha y la postura a través de la observación, la cual se mencionó anteriormente para el inicio del exámen físico. Se deben examinar los miembros y detectar evidencias de fractura, luxación, inflamación, deformidad, laceraciones,
inestabilidad y
heridas (incluyendo las heridas de la trampa para captura). 78 Se deben examinar todas las extremidades. Se puede usar la otra extremidad como una comparación de referencia para ayudar a identificar anormalidades. Palpar la masa muscular de cada extremidad. La masa muscular se puede utilizar como un indicador de la condición corporal. 18, 46 El desgaste muscular (atrofia) que afecta a uno o varios grupos de músculos en un solo miembro pueden indicar falta de actividad, posiblemente debido a una lesión. Manipular cada miembro y articulación a través de su de movimiento, comparando cada uno con el otro miembro y de forma sistemática, evaluar la parte inferior y superior de la extremidad. 2, 46 Es importante palpar la pelvis, observar que no exista fractura y dislocación. Palpar las alas del ilion y tubérculos del isquion así como la simetría. Después de un traumatismo pélvico en hembras, se deben considerar las probabilidades de que existan dificultades en el parto (distocias).18, 46 En grandes mamíferos, el exámen rectal puede ser útil para la palpación y la detección de fracturas de pelvis. Se debe realizar una palpación suave de la columna vertebral para detectar deformidad o dolor. Es importante para los mamíferos con una historia clínica de trauma y signos neurológicos presentes. Se debe realizar un exámen radiográfico si se detecta una anomalía a la palpación.18, 82
165
7.27 Sistema neurológico. Se debe realizar la evaluación del comportamiento, la conducta y el grado de alerta del ejemplar. Evaluar la postura, locomoción y la marcha. Se debe detectar si existe evidencia de problemas neurológicos como por ejemplo ataxia, tortícolis, dando vueltas o montaje. 36, 66,78 La evaluación del sistema neurológico debe realizarse cuando el ejemplar se encuentra en reposo y posteriormente en movimiento. La exploración del sistema neurológico se puede utilizar para ayudar a localizar el área del sistema nervioso periférico o central afectado. 66 Realizar un exámen detallado de cada uno de los nervios craneales, según sea necesario, sobre todo si se sospecha de alguna enfermedad nerviosa.
66, 78
I - Olfatorio: Respuesta a oler (no irritante). II - Óptica: Amenaza de respuesta, reacción visual, fijación visual, reflejo de luz. III - Oculomotor: Posición de los ojos, estrabismo, reflejo de luz. IV - Tróclea: Posición de los ojos, estrabismo. V - Trigémino: Reflejo palpebral, reflejo corneal, sensación facial, tono de la mandíbula. VI - Motor ocular externo: Posición de los ojos, estrabismo. VII - Facial: Reflejo palpebral, amenaza de respuesta, reflejo corneal. VIII - Vestibulococlear: Movimientos oculares anormales, nistagmo, respuesta al sonido. IX - Glosofaríngeo: Reflejo de deglución. X - Vago: Reflejo de deglución. XI - Espinal accesorio: Palpar el hombro y los músculos del cuello para pruebas de desuso, atrofia (trapecio). XII - Hipogloso: Lengua retirada. Evaluar el tono muscular en cada una de las extremidades y la cola en busca de flacidez, rigidez, paresia o parálisis.4 Evaluar el componente y consciente del reflejo de retracción de pellizcos de los dedos en cada extremidad es decir, la capacidad de sentir dolor. 166
4, 66
Debemos recalcar la fundamental importancia del exámen físico, de aprender a detectar lo que el ejemplar expresa a través de alteraciones fisiológicas y signos clínicos, de tomarnos nuestro tiempo en revisar completamente a nuestro paciente, con dedicación, paciencia, en un ambiente tranquilo y a partir de nuestros hallazgos confirmar el diagnostico con el exámen complementario adecuado. 4, 78 Probablemente, todavía no existe una sobreutilización de exámenes complementarios, pero en un futuro esto
podría acontecer en Medicina
Veterinaria, sobre todo si dejamos de lado la herramienta más útil y económica que poseemos: un correcto exámen físico.
167
2
CAPÍTULO 8. PRÁCTICA DE NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRA EN ANIMALES SILVESTRES, EN CONDICIONES DE CAMPO. 8.1 Razones para realizar una necropsia. Cada vez que un animal muere y no esta claro el proceso patológico que causo la muerte, es necesario realizar una necropsia, ya sea a un ejemplar silvestre como mascota o de algun zoologico o en vida libre, asi se podrá determinar la causa de muerte y con el diagnóstico se tomaran medidas correctivas para evitar daños. Etimológicamente, necropsia significa ver lo muerto (del griego necros, muerto, y ops, ver); dicho en otras palabras es el examen sistemático
de un cadáver y la abertura de sus cavidades para conocer el estado de los aparatos y órganos que lo conforman, determinar las lesiones macroscópicas y microscópicas, integrar diagnósticos morfológicos e investigar las causas de la muerte con fines diagnósticos. 11, 60, 70 La necropsia ayudara a determinar los posibles riesgos que enfrentan otros individuos de una poblacion. La evaluacion de riesgos incluye tambien el analisis comprensivo de la historia natural de las enfermedades infecciosas en un determinado ambiente, incluyendo epidemias previstas. Es importante tener en cuenta que la necropsia no se lleva a cabo simplemente para exponer lesiones y tomar muestras, sino que en cada necropsia se deben de establecer las relaciones estructurales y funcionales relevantes de los cambios encontrados. 70
8.2 Necropsia como método diagnóstico. La necropsia o exámen post mortem es un análisis profundo de un animal una vez que ha muerto. Debe ser realizado para obtener la causa segura de la muerte y para realizarla debe observarse el animal en su totalidad desde su piel y pelaje pasando por cada uno de sus órganos y sistemas que componen su anatomía. Lo que permitirá tomar muestras de tejido o secreciones que luego se envian al laboratorio de diagnóstico para realizar estudios más específicos. 5, 70
168
Mientras que lo ideal es transportar animales recientemente muertos a un laboratorio de patologia, esto no es posible en la mayoría de los casos y por lo tanto se realiza la necropsia en condiciones de campo, de todos modos los Médicos Veterinarios deben estar capacitados en procedimientos de necropsias y toma de muestras necesarias.
70
La necropsia debe ser realizada lo más cercana a la hora de muerte del animal, ya que los cambios post mortem comienzan a ocurrir alrededor delos 20 minutos, pero estos cambios tambien pueden ser acelerados o retardados por factores ambientales y del propio animal. Es importante no confundir las lesiones de una patología con los cambios post mortem al momento de tomar muestras de tejido del cadáver. Si no es posible realizar inmediatamente la necropsia, se ha de mantener al cadaver en frío hasta el momento del examen post mortem.5, 11, 60 En muchas oportunidades hay evidencia claras que la muerte fue provocada por trauma severo o la signología clínica es clara para algunas enfermedades, pero muchas veces la etiologia y el proceso patologico pueden ser desconocidos o poco claros en algun individuo o mas aun, podrian ser comunes a muchas enfermedades, es en estos casos que sea necesario examinar más profundo al individuo en cuestión. 60 En algunos casos se debe recolectar muestras completas de tejidos y sangre de los cadáveres. Si solo se muestran determinados tejidos porque se sospeche de una enfermedad particular y si el animal luego es negativo a esa enfermedad, las muestras tomadas serán inadecuadas para el diagnóstico de otras enfermedades posiblemente causales de la muerte.
11, 60
8.3 Equipo necesario para la necropsia.5, 60, 70 1. Vestimenta protectora
Guantes de goma o latex
Botas de plástico o similar
Delantal de plástico
Mascara (que cubra nariz y boca) o protección facial
169
2. Material de registros y dosumentacion
Cámara fotográfica o de video
Libreta de campo
3. Equipo de necropsia
Cuchillo bien afilado
Tijeras pequeñas y grandes
Pinzas de distintos tamaños
Hilo
Hacha pequeña
Serrucho o sierra para huesos
Sogas o cuerdas
Mango y hojas de bisturi
Mechero de alcohol o gas para esterilizar instrumental
Cinta métrica
4. Envaces para la conservación de muestras y equipo de toma de muestras
Envases de plástico duro con tapa de rosca hermético (de aproximadamente un litro)
Envases pequeños herméticos
Envases estériles y tubos para sangre
Bolsas de plástico con cierre hermético
Papel aluminio
Jeringas y agujas estériles
Hisopos estériles con medio de transporte
Marcadores
Portaobjetos y caja para transporte de portaobjetos
5. Materiales para el transporte
Hielera o conservadores de campo
Envaces herméticos 170
Material para envolver absorvente
Cinta de empaquetar
Glicerina esteril bufferada (50%)
6. Fijadores
Formalina bufferada al 10%
Acetona 100% para citología
Alcohol etilico 70% para parásitos
7. Materiales de desinfección
Cepillo
Detergente
Cuaternarios de amonio
Hipoclorito de sodio
Alcohol etílico al 70%
8.4 Precauciones. 8.4.1 Seguridad del personal: Debido a que numerosas enfermedades de los animales silvestres pueden causar problemas graves en el ser humano, todos los cadáveres deben ser tratados como si contuvieran una enfermedad potencialmente peligrosa y se deben tomar medidas de protección personal. La vestimenta protectora mínima consiste en un overol, guantes y una mascarilla que cubra la nariz y boca, ademas de botas de plástico, cuando se realice la necropsia de un primate, se debe usar una mascarilla facial completa, overol y guantes dobles. También se recomienda el uso de un delantal de plástico lavable.
65, 70
Antes de realizar la necropsia de una animal se debe considerar lo siguiente: 8.4.2 Enfermededades zoonóticas: Algunas enfermedades como la rabia o la equinococosis en los carnivoros, rabia en ungulados, psitacosis en aves, pueden producir enfermedades graves 171
y fatales en el ser humano. Muchas enfermedades de los primates pueden causar enfermedades en el hombre. Por esta razón la persona que realiza la necropsia debe protegerse con una máscara y vestimenta protectora. El uso de la máscara es particularmente importante también para la necropsia en aves y carnivoros sospechosos de rabia o equinococosis. Ademas todas la muestras deben ser manipuladas con cuidado y las muestras no fijadas deben ser colocadas en envases para evitar el derrame de material infeccioso durante el transporte. 65, 75
8.5 Lugar de la necropsia. La necropsia es un procedimiento que implica un alto peligro de contaminación del ambiente (agua, locales, alimentos, praderas), otros animales y al hombre. En base a esto se debe escoger un lugar donde el peligro de contaminación pueda reducirse a un mínimo, considerando al lugar elegido siempre como una zona séptica o contaminada. 75 Lo ideal para realizar una necropsia es una sala diseñada con este propósito y deberia contar con mesas de acero inoxidable que disponga de drenaje, pisos y muros lavables, buena iluminación y ventilación, ademas de contar con camaras de frío, materiales de disección y recolección de muestras. 11, 75 Si bien es dificil contar con un lugar descrito anteriormente cercano al lugar donde se solicita una necropsia, o muchas veces no es viable enviar un animal al centro de necropsia dado por su tamaño o distancia, esto no es motivo ni excusa para no realizar una necropsia en forma optica y segura, por lo tanto, es necesario realizar la necropsia en campo, en donde se deben considerar los siguientes puntos: 11, 60, 75 Lejos de otros animales, bebederos, comederos o trabajadores del area En un area que pueda ser facilmente limpiada o desinfectada, de no ser asi, el animal se pondrá sobre abundante paja (si lo es posible), la que debera ser quemada una vez terminada la necropsia. De facil acceso y que no interrumpa con las labores del predio.
172
Sobre una superficie de concreto rugoso y no liso, para evitar accidentes, ya que la sangre y el agua hacen resbaladizo el area. Aislar el área posterior a la necropsia en condiciones de campo. En los animales pequeños, por la facilidad de transportarlos se puede hacer una selección muy rigurosa del lugar, sobre todo si hay necesidad de improvisarlo.60
8.6 Selección del lugar para hacer necropsias en campo. 1. En el caso de adaptar o construir un lugar específico para hacer necropsias, se debe observar lo siguiente: 60, 75
Que haya el menor contacto posible entre el paso de animales y personas, que no estén en contacto con bodegas de alimentos o medicamentos; pero sin que este lugar esté demasiado alejado de los corrales.
Que el desagüe no se comunique con los canales de agua comunes.
Que el piso y las paredes estén hechos de un material que permita la limpieza y desinfección fácil.
Que haya agua.
2. Si no hay un lugar específico asignado para hacer necropsias, se debe observar lo siguiente: 60, 75
Si posteriormente a la necropsia, van a entrar animales sanos al lugar donde se efectuó, preparar una buena cama de paja para colocar el cadáver, ya que es fácil eliminarla quemándola; o en su defecto se puede usar algún material plastificado o una bolsa de plástico dependiendo del tamaño del animal.
Que exista una forma sencilla y cercana de eliminar el cadáver.
Que el lugar esté lo más alejado posible del tránsito de animales.
173
Que haya agua, pero vigilar que si ya está contaminada no afecte arroyos, lagos, pozos etc.
Que el piso sea de superficie dura y lisa.
Que haya sombra en el lugar.
Todas estas recomendaciones son difíciles de llevar a cabo cuando se trabaja en el campo, sin embargo el Médico Veterinario debe de aplicar su criterio para seleccionar de la manera más adecuada el lugar donde efectuará la necropsia.11 De igual manera deberá seguir los establecimientos de la NOM087-ECOL-SSA1-2002 en el caso de manipular residuos peligrosos de tipo biológico infecciosos así como las especificaciones para su manejo. 64, 75 Un residuo peligroso biológico infeccioso se clasifica como todo aquel que contiene bacterias, virus u otros microorganismos con capacidad de causar infección o que contiene o puede contener toxinas productivas por microorganismos que causan efectos nocivos a seres vivos y al am biente.
64
8.7 Preparacion de los envaces con muestras. Todos los envaces, tubos y bolsas deben ser identificados usando un marcador indelible. Para mayor seguridad se puede colocar una segunda etiqueta en una bolsa y luego pegarla al envase con la muestra. Identificar también los tejidos fijados con formalina. 75
8.8 Historia clínica. La historia clínica constituye un elemento básico e importante para poder llegar al diagnóstico de los diferentes síndromes y enfermedades, debe dar una idea clara y amplia de las condiciones de vida y del proceso morboso de un individuo o de un grupo de animales.75 Los datos que integran a una historia clínica se obtienen a partir del interrogatorio (anamnesis) al dueño y/o al encargado de la explotación y de la observación directa del Médico Veterinario que está trabajando en el caso.
174
11, 75
En forma muy general la historia clínica debe de abarcar los siguientes aspectos: 75 1.- La condición individual de los animales y la del ambiente. 2.- Los antecedentes patológicos y/o hereditarios. 3.- La signología de los animales en su estado actual.
8.9 Diagnóstico clínico. A partir de todos los datos anteriores y con ayuda del Veterinario que está atendiendo el problema se debe de emitir un diagnóstico clínico y a su vez uno diferencial. Si no hay un Veterinario atendiendo a los animales, se le debe de pedir la opinión al encargado de los mismos. El diagnóstico clínico se confirmará o descartará posteriormente en base a los hallazgos a la necropsia y los resultados de otros laboratorios. 50, 75
8.10 Cambios postmortem. Son todas aquellas alteraciones físicas, químicas o combinaciones de ambas que sufren los órganos y tejidos de un animal cuando muere. Estos cambios se deben principalmente al efecto de la acción bacteriana (putrefacción) y de las enzimas celulares de los tejidos (autólisis); no se presentan al mismo tiempo en las distintas partes del animal, sino que hay ciertos órganos que por su composición química o por existir en ellos bacterias como habitantes normales sufren cambios postmortem antes que otros. 50, 75
8.11 Selección, toma y envío de material para diagnóstico. Es importante recalcar que la necropsia es una herramienta para detectar los problemas que existen en el grupo de animales, por lo tanto, el diagnóstico que se elabora a partir de la misma es de tipo presuntivo y es necesario muchas veces tomar muestras para los diferentes laboratorios (bacteriología, virología, parasitología, análisis clínicos, toxicología), los cuales darán los resultados
175
para que tomando en cuenta todos los hallazgos, se emita un diagnóstico final, el cuál no siempre es definitivo. 11, 50, 75
8.12 Selección de muestras. El resultado rápido y efectivo del laboratorio, depende en gran medida de la selección y tratamiento adecuado del material y de las condiciones en que lleguen las muestras. La selección adecuada de las muestras necesarias para obtener el diagnóstico de las enfermedades, requiere de conocimientos y experiencia. 75 Las muestras escogidas y pruebas solicitadas de cada caso deben de estar orientadas a ahorrar tiempo, material, dinero y esfuerzo, tanto para el laboratorio como para el interesado, para lo que es necesario haber realizado un buen diagnóstico clínico presuntivo. 51, 75
8.13 Consideraciones generales de toma y envío de muestras. En la mayoría de los casos las muestras deben de considerarse como materiales potencialmente infecciosos. El medio más eficaz y seguro para el envío de muestras al laboratorio es el mensajero directo; pero en algunas condiciones se requiere del servicio postal, cuando esto último es lo que se usa, las muestras deben de reunir los siguientes requisitos: 1.- Deben estar colocadas en recipientes dobles: dos cajas o una hielera de preferencia y bolsas de plástico; ya que se mejora el aislamiento y aumenta la resistencia del recipiente. Entre la bolsa o frascos que contienen las muestras y la caja externa se coloca un material que amortigüe los golpes y absorba la humedad (papel, aserrín). 75 Para realizar el exámen histopatológico es esencial que el material sea preservado rápidamente después de la muerte del animal. Es importante seleccionar adecuadamente la muestra de tejido, que en el aspecto macroscópico debe ser representativo del área afectada o de un sitio específico 176
para un exámen. Si el tejido está afectado en forma general, conviene incluir una porción del tejido aparentemente normal que esté adyacente a la zona de lesión para reconocer fácilmente el órgano que se trata. 65, 75 Para realizar exámenes histológicos, se requiere fijar el tejido en formalina amortiguada al 10% (1 parte de formalina mas 9 de agua) y se amortiza con 4 gr de fosfato de sodio dibásico en 900 ml de agua destilada; en el caso de no contar con los fosfatos, se puede adicionar un pedazo de gis o en su defecto agua corriente en lugar de agua destilada en proporción de una parte de órgano por diez de formol. Los cortes no deben ser más gruesos de 0.5 cm y debe existir poco tejido conjuntivo (cápsula) en la superficie para que el fijador pueda penetrar. 12, 75 Para un estudio hemográfico el anticoagulante de elección es el ácido etilendiaminotetracético (EDTA), cuando no se emplea en concentraciones altas, la muestra es útil para todos los estudios, excepto la determinación de calcio, potasio y sodio. La morfología celular no se altera en 24 hrs si la muestra se conserva en refrigeración. 12 Cuadro 8. Anticoagulantes utilizados frecuentemente para hacer estudios de sangre:
ANTICOAGULANTE
CANTIDAD
CONSERVACION
E.D.T.A.
2.0 - 3.0 mg/ml
Refrigeración
Oxaláto de Sodio
2.0 mg/ml
Refrigeración
Citrato de Sodio
2.0 - 4.0 mg/ml
Refrigeración
Heparina
0.1 - 0.2 mg/ml
Refrigeración
Munson L. Necropsy of animals, Handbook, Interscience publisher, London,2006
8.14 TÉCNICA DE NECROPSIA EN MAMÍFEROS. Se realiza un exámen sistemático del cadáver y la abertura de sus cavidades para conocer el estado en el cual se encontraba el animal, se deben determinar las lesiones macroscópicas y microscópicas, integrar diagnósticos morfológicos e investigar las causas de la muerte con fines diagnósticos. 11 177
Comienza realizando la reseña del animal en donde se incluye: a) Especie
f) Color
b) Raza
g) Señas particulares
c) Sexo
h) Identificación
d) Edad
i) Procedencia
11, 12
e) Peso La necropsia del cadáver se divide en cinco partes:
60, 70
1. Inspección externa. 2. Incisión primaria. 3. Incisión secundaria. 4. Extracción de vísceras. 5. Inspección de órganos
8.14.1 Inspección externa. Se inicia con el exámen de la piel revisando su continuidad, color, elasticidad, consistencia y aspecto. Se examina el pelo tomando en cuenta su distribución, cantidad, implantación, aspecto; se revisa si existe presencia de parásitos externos. Subsecuentemente se revisan uñas, espacios interdigitales y cojinetes plantares, comprobando su integridad física; por último se revisan los orificios naturales en el siguiente orden:
11, 60, 70
1.- Cavidad oral: la cual incluye lengua, paladar, dientes y encías. 2.- Mucosa nasal. 3.- Mucosa ocular. 4.- Pabellón auricular. 5.- Mucosa vaginal o prepucial. 6.- Mucosa anal.
178
8.14.2 Incisión primaria. Posición del cadáver: Se coloca al animal en decúbito dorsal. Se hace una incisión sobre la línea media desde la sínfisis mandibular hasta la sínfisis púbica; en caso de machos se rodea el prepucio, pene y testículos por ambos lados, para retraerlo caudalmente, si se trata de una hembra se deberá seguir por línea media. 50 Para fijar en posición al animal, la piel se separa del tejido subcutáneo y se cortan los músculos pectorales que fijan los miembros torácicos, para que así éstos descansen sobre la mesa (desmembrado). Los miembros pelvianos se desarticulan a nivel coxofemoral, cortando los músculos de la pierna de craneal a caudal tratando de no cortar las arterias y venas femorales para evitar que la cavidad acetabular se llene de sangre e impida la adecuada observación de las superficie articular, ya incidida la cápsula articular se corta el ligamento redondo y se expone completamente la cabeza del fémur inspeccionándola al mismo tiempo.
50, 70
Una vez en posición, se revisa el tejido subcutáneo, tejido
muscular y linfonodos explorables (mandibulares, cervicales superficiales o preescapulares, subescapulares o axilares, inguinales en machos, mamarios en hembras y popliteos); estos quedarán expuestos fácilmente, excepto cuando los animales tienen mucha grasa por lo que es importante localizarlos por medio de la palpación, desplazando la grasa para sentir la consistencia firme del linfonodo. 50, 60 El popliteo, en general es fácil de identificar sabiendo que se encuentra incidiendo
la
piel
de
la
parte
caudal
de
la
rodilla
(articulación
femorotibiopatelar), en donde se encontrará un acumulo de grasa, dentro de la cual se localiza el linfonodo. 50, 70
8.14.3 Incisión secundaria. Se separa el músculo esternotirohioideo de la tráquea iniciando el corte delante de la laringe y tratando de no lesionar la tráquea, la cual queda en su lugar; se sigue el corte hacia la parte caudal llegando a la entrada del tórax. Se levantan los músculos para ubicar la unión costocondral (cartílago de la costilla) y con el 179
cuchillo se inciden estas articulaciones para levantar el esternón y exponer la cavidad torácica. 50 Se continúa el corte a través de los músculos abdominales hasta la región inguinal, quedando una unión a la parte caudal de la región inguinal, la cual no se corta, quedando expuestas las viseras abdominales.
50
(Figura 81)
Figura 81. Exposición de viseras abdominales. (Foto: tomada por el autor, 2009)
8.14.4 Extracción de vísceras. Para la extracción del aparato respiratorio y corazón, se hacen dos cortes paralelos al cuerpo de la mandíbula en su cara medial sobre los músculos del espacio intermandibular para extraer la lengua sacando la punta de la misma por un lado y cortando el frenillo, se exponen las tonsilas, las cuales se revisan externa e internamente. Se revisan además paladar y cavidad oral. 50, 70 Posteriormente se inciden las articulaciones del hueso hioides, se sujeta la lengua y se retrae caudalmente desprendiendo esófago y tráquea juntos. Se cortan los paquetes carotídeos y ligamentos mediastínicos y por tracción se extrae todo el paquete (esófago, tráquea, pulmones y corazón). 50, 60 La extracción del hígado se efectúa seccionando los ligamentos que lo fijan a otras estructuras como: diafragma, riñón, estómago e intestino, así como la vena cava caudal y la vena porta. 50
180
8.14.5 Inspección de aparatos y sistemas. Una vez extraídos los pulmones y el corazón, se procede a revisar el sistema respiratorio sin desprender el corazón ya que es importante para tener una relación anatómica y por lo tanto observar lesiones en los vasos sanguíneos que salen o llegan a los pulmones. 50, 60
8.14.6 Aparato respiratorio. Para revisar la tráquea se realiza una incisión por la parte dorsal iniciando desde la laringe la incisión se realiza por la parte membranosa, hasta llegar a la bifurcación de la misma, de aquí se continúa por los bronquios principales hasta donde la tijera pueda llegar, de esta manera se podrá revisar la mucosa de éstos órganos tubulares y su contenido. Finalmente se hacen cortes sagitales de aproximadamente un centímento de grosor en todo el parénquima pulmonar (todos los lóbulos). Siempre se debe hacer palpación conforme se hacen los cortes ya que gracias a esto se pueden encontrar zonas duras o irregulares que pueden cortarse para utilizarse como muestras para laboratorio de histopatología. 50, 60, 70
8.14.7 Aparato circulatorio. El exámen del corazón se inicia con la revisión externa del saco pericárdico, posteriormente se hace una pequeña incisión en el pericardio a nivel del ápice, para revisar el líquido pericárdico, su consistencia, color y si el pericardio está adherido al epicardio, luego se expone el epicardio y se revisa su superficie, donde algunas veces se pueden ver algunas hemorragias.
50
8.14.8 Bazo. Se revisan algunas características como son: forma, volumen, el aspecto de la cápsula, sus bordes, igualmente se realizan cortes transversales para revisar el parénquima.50 (Figura 82)
181
Figura 82. Extracción del bazo para revisión. (Foto: tomada por el autor, 2009)
8.14.9 Aparato digestivo. Para la inspección del tracto gastrointestinal se sigue como rutina la revisión exterior de mesenterios, linfonodos mesentéricos, páncreas y cada segmento intestinal. En el páncreas se separa del duodeno, se revisa externamente checando su color, consistencia y aspecto, posteriormente se hacen varios cortes transversales en todo el parénquima. El esófago se abre a todo lo largo hasta llegar al estómago, el cual se incide siguiendo su curvatura mayor hasta llegar al píloro, se retira el contenido, se lava la mucosa y se revisan las diferentes regiones gástrícas (cárdica, fúndica y pilórica). El hígado se revisa externamente por su cara parietal y visceral observando los bordes de los lóbulos hepáticos. En la vesícula biliar se ve el aspecto externo de la pared, después se incide a todo lo largo de la misma y del conducto biliar, aquí se observarán las características de la bilis y la superficie de la vesícula.
50, 60, 70
8.14.10 Aparato urinario y glándulas adrenales. Las adrenales se revisan " in situ" incidiéndolas por su eje longitudinal para la revisión de corteza y médula El aparato urinario se revisa desprendiendo los riñones de la fascia subperitoneal y cortando tanto la vena como la arteria renal, teniendo la precaución de no romper los ureteres, los cuales se disecan hasta llegar a la vejiga. La revisión de cada riñón se efectúa haciendo un corte por su curvatura mayor para retirar la cápsula fibrosa hasta el hilio. 50
182
8.14.11 Aparato genital de la hembra. En la inspección de rutina cuando no se observa una lesión aparente del aparato reproductor, se extrae cortando los ligamentos suspensorios del ovario y ancho del útero que fijan a los ovarios con la pared abdominal y se retraen junto con oviductos y útero. Después se corta la vagina lo más caudal posible al pubis. La inspección comprende: la observación y anotación de las estructuras presentes en ovarios (folículos, cuerpos lúteos, etc.), después se realiza una incisión longitudinal para revisar su parénquima.
50, 60, 51
8.14.12 Aparato genital del macho. La glándula accesoria que se revisa en este caso es la próstata, de ella se revisa su tamaño, simetría, consistencia y superficie de corte. Para la revisión de la uretra, se corta el piso de la pelvis (ramas del pubis y las tablas y ramas del isquion), se diseca el tejido conjuntivo adyacente y se retira revisando hasta el meato (orificio uretral externo). Los testículos se revisan “in
situ”
retirando las envolturas testiculares y
revisando su grosor, se inspecciona el cordón espermático y finalmente el propio testículo valorando su volumen, diámetro y consistencia. Por último se hace un corte que abarque epidídimo y parénquima testicular revisando la coloración y la superficie del corte. 11, 50
8.14.13 Sistema músculo esquelético. En forma rutinaria solo se inspeccionan las articulaciones de los miembros torácicos y pelvianos además de las costillas, las costillas se revisan en forma general por la superficie medial y especialmente en la unión costo-condral. 50
8.14.14 Encéfalo. Si se ha observado un cuadro clínico nervioso, se podrá tomar muestras de líquido cefalorraquídeo por medio de una jeringa introduciéndola en la articulación atlanto-occipital, de ésta manera se observará la cantidad, el color y consistencia del mismo, se puede hacer un frotis con éste para observar 183
células inflamatorias e inclusive cuerpos de inclusión en las células presentes. 50, 75
Para extraer el encéfalo, se puede efectuar una incisión por línea media sobre la piel de la cabeza, desde la región frontal hasta el tercio craneal del cuello, se separa la piel hasta exponer el arco cigomático. Se retiran los músculos temporales y se desarticula la cabeza por medio de un corte transversal sobre los músculos dorsales a la articulación atlanto-occipital. Posteriormente se hacen tres cortes sobre los huesos del cráneo para exponer el encéfalo. El primer corte se hace transversal a nivel de una línea imaginaria que comunica las comisuras palpebrales laterales, paralelo al arco cigomático. El segundo corte se hace del foramen magno a la comisura palpebral lateral. El tercer corte es similar al anterior pero del lado contrario. 50, 60
8.14.15 Ojos. Los cambios postmortem se presentan con gran rapidez en los ojos, de manera que éstos deben colocarse lo más pronto posible en un fijador adecuado (Bouin o el de Zenker con ácido acético). Cuando se requiere un estudio de ojos, éstos deben extraerse antes de iniciar los demás pasos de la necropsia. Primero se separa la piel, por medio de una incisión oval alrededor de los párpados, empezando por la comisura lateral del ojo y exponiendo así la orbita. Con pinzas se fija la conjuntiva, jalándola hacia abajo y cortándola a lo largo del hueso. 50, 65 Cuando el tamaño del orificio producido lo permite, se introduce una tijera curva de punta roma para separar músculos y el nervio óptico. Se extrae el globo ocular con todas sus estructuras anexas (tercer párpado, glándulas, músculos y una fracción del nervio óptico). 65
184
8.15 TÉCNICA DE NECROPSIA EN AVES. 8.15.1 Inspección externa. Se revisa la piel y plumas; de éstas se revisa su implantación, distribución, color, posición, si existe presencia de parásitos; también se revisan patas, uñas, alas; por último se realiza la revisión de orificios naturales. A continuación se procede a mojar el ave con agua y jabón con el fin de evitar que las plumas no se queden pegadas en la mano del prosector, una vez que las plumas ya están húmedas, se procede a retirar las que se encuentran en la pechuga hasta la cloaca sin mojar la cabeza. 44
8.15.2 Incisión primaria. Como primer paso se desarticulan los muslos a nivel de la articulación coxofemoral, con el fin de darle colocación al cadáver y revisar si existe o no necrosis de la cabeza femoral; posteriormente se remueve la piel con un bisturí o cuchillo de la región abdominal, para inspeccionar el tejido subcutáneo y la musculatura. 44 En casos de no tener material para efectuar la necropsia, se pueden utilizar las uñas de las aves para incidir tejidos. 44
8.15.3 Incisión secundaria. Se separa la pechuga de caudal a craneal para dejar expuestas las vísceras abdominales y torácicas, (recordar que estas especies no tienen diafragma). Al levantar la pechuga se deben revisar los sacos aéreos sobre todo los torácicos y los abdominales para observar cualquier alteración como la presencia de exudado u opacidad de los mismos (Figura 83). Al hacer este corte se debe tener cuidado de no romper la ingluvia (buche). 44, 50
185
Figura 83. Insicion secundaria, superficie ventral expuesta. (foto: tomada de medicina aviaria 2010)
8.15.4 Extracción de vísceras abdominales. Se extrae hígado sin lesionar la vesícula biliar, posteriormente el bazo; como siguiente paso se liga el esófago (en su unión con el proventrículo) y el recto, para así extraer las vísceras fuera de la cavidad (Figura 84). En hembras sexualmente adultas, se remueve el ovario en su base; el oviducto es extendido para cortar los ligamentos dorsales y ventrales del mesenterio y luego es cortado antes de llegar a la cloaca.
44
Figura 84. Extracción de vísceras de un ave. (Foto: tomada de medicina aviaria 2010)
8.15.5 Inspección del corazón. Se revisa “in
situ” iniciando
la revisión por el saco pericárdico. El primer corte
se hace sobre el ventrículo derecho hasta la aurícula derecha, revisando en este corte el endocardio, válvulas, endotelio de la vena pulmonar, vena cava y miocardio. El segundo corte se hace desde el ápice del ventrículo hasta la 186
aurícula izquierda. En este corte se revisa endocardio, válvulas, endotelio de la aorta y el miocardio. Después se remueve el corazón de su base.
44
8.15.6 Aparato respiratorio. Los pulmones son extraídos por medio de una disección cuidadosa separándolos de las costillas ya que en las aves los pulmones están pegados a la pared torácica; estos se inspeccionan realizando cortes transversales sobre todo el parénquima pulmonar. 44
8.15.7 Aparato digestivo. El pico es cortado transversalmente para exponer las conchas nasales. Luego se abre el pico y se corta por su ángulo derecho, continuando esta incisión a través de la faringe hasta el esófago e ingluvia (buche), éste mismo procedimiento se utiliza para revisar tráquea que en el caso de las aves tiene anillos completos. 44, 60 Se inspeccionan todas las vísceras abdominales fijando mayor atención en el proventrículo y el ventrículo (molleja), éste se debe cortar por una de sus curvaturas y se procede a despegar la cutícula gástrica (capa queratinizada) para observar alguna lesión en el epitelio como erosiones o hemorragias, posteriormente se realiza la inspección de páncreas en el cual se realizan cortes transversales para revisar el parénquima. 44 Por ultimo se inciden los intestinos por su borde antimesentérico para así revisar su contenido y su mucosa se debe tener cuidado en revisar los sacos ciegos y en especial las tonsilas cecales localicadas a nivel del orificio cecal (comunicación con el recto). 44, 60
8.15.8 Aparato reproductor. En el caso de machos se revisan los testículos “in situ” (estos se encuentran
craneoventrales a los riñones), se realiza un corte longitudinal para revisar el
187
parénquima, posteriormente se extraen los testículos para realizar la inspección de riñones. 44 En caso de hembras se extrae el paquete formado por ovario, oviducto (infundíbulo, magnum, istmo), útero y vagina, ya extraído el paquete se revisa externamente en busca de hemorragias o alguna otra lesión presente.
44
8.15.9 Aparato urinario. Los riñones se revisan “in
situ”
debido a que se encuentran adheridos a la
cavidad y abarcan a toda la región abdominal dorsal, se debe observar que no exista ningún tipo de sustancia sobre ellos (como los uratos, que se observan como polvo de gis sobre los riñones).
44
8.15.10 Sistema nervioso. Se exponen los nervios isquiáticos, separando los músculos del muslo en su cara medial y caudal. Se comparan en textura y tamaño. Como siguiente paso se coloca el ave en posición decúbito ventral; se quitan las plumas de la región de la escápula y se corta con cuidado la piel que está entre la columna vertebral y la escápula, para así localizar el plexo braquial en el cuál se revisa la textura y tamaño de los nervios braquiales. 11, 44 Para la extracción de encéfalo primero se quita la piel de toda la región de la cabeza, posteriormente el encéfalo se puede extraer con una tijera ya que el hueso es muy delgado, este corte va de la órbita ocular hasta desembocar en el foramen magno, repitiendo este corte del lado contrario.
11, 44
8.15.11 Sistema músculo-esquelético. Se revisan las masas musculares, se cortan las articulaciones para revisar todas las estructuras y ver si no contienen algún tipo de exudado (Figura 85); es importante
para
poder
diagnosticar
Mycoplasmosis.11, 12, 44
188
algunas
enfermedades
como
Figura 85: Sistema musculo esqueletico de un ave. (foto: tomada de medicina aviaria 2010)
8.16 TÉCNICA DE NECROPSIA EN TORTUGAS. Se recomienda realizar la necropsia en cadáveres frescos que no estén en un avanzado estado de descomposición y anotar todas las observaciones. 33 Para establecer tendencias de mortalidad en poblaciones, necesitamos la siguiente información: 33 1. Especie de tortuga. 2. Tamaño (ancho y largo del caparazón). 3. Lugar de ubicación. 4. Fecha de ubicación. 5. Marcas externas extraordinarias. 6. Estado de descomposición. descomposición. Colectar todas las muestras de tejido en formalina bufferada (10%) en una proporción de una parte de tejido por 10 de formol para permitir una adecuada fijación. 11, 33 Es importante que las muestras se guarden en frascos perfectamente identificados con el número de la tortuga y la clave que el prosector haya decidido asignar para evitar errores de traslape de la muestra. 189
12, 58
Herramientas para la necropsia:
20, 33
• Guantes de hule • Frascos • Lápiz • Pinzas de dientes de ratón • Hoja de protocolo • Formol al 10% • Frascos de plástico para tomar las muestras • Tabla de cortar • Sierra • Bisturí • Cuchillo • Chaira • Piedra de afilar • Tijeras
La tortuga se coloca en decúbito dorsal y se realiza el exámen externo, se deben anotar las anormalidades del caparazón, piel y plastrón, por ejemplo la presencia de ectoparásitos indica un estado anormal y que la tortuga estaba enferma. 33, 58
8.16.1 Anatomía de la tortuga. Antes de realizar una necropsia en este tipo de ejemplares, es necesario recordar la anatomía para la ubicación de órganos. 20 (Figura 86)
Figura 86. Anatomia de una tortuga (Foto: tomada de turtle. com, 2006) 190
8.16.2 Incisión primaria. Los objetivos de la incisión primaria son:
33
• Poner en posición al cadáver. • Revisar la posición de las vísceras “in situ”. • Revisar la presencia de líquido o adherencias en la cavidad celómica.
Se corta a lo largo de la línea que junta el plastrón al caparazón (puede hacerse con un bisturí en tortugas pequeñas). Una vez que el plastrón ha sido removido, pueden verse los músculos pectorales.
33
(Figura 87)
Figura 87. Incision primaria de una tortuga. (Foto: tomada demanual de necropsias UNAM 2010)
8.16.3 Incisión secundaria. Se cortan los músculos alrededor de las aletas y se retuercen las aletas anteriores desarticulándolas de su unión con el caparazón. Esto permite ver el corazón, la tiroides, el hígado, los intestinos, una porción de los pulmones y la pelvis. Se corta la piel sobre la línea central del cuello para observar el esófago y la tráquea. 11, 33 (Figura 88)
Figura 88. Incision secundaria de una tortuga. (Foto: tomada de manual de necropsias. UNAM 2010) 191
8.16.4 Extracción e inspección de vísceras. Se extrae el corazón e hígado; ya extraído el corazón se realiza un corte sobre la línea media de éste para poder observa el ventrículo y los dos atrios, se revisa externamente por su cara parietal y visceral observando sus bordes, también se realizan cortes en forma transversal.33 El hígado se revisa externamente su coloración y consistencia en animales jóvenes el hígado es friable no tanto en los animales adultos, se revisa vesícula biliar y se hacen cortes seriados de aproximadamente 0.5 a un cm dependiendo del tamaño del hígado. Posteriormente se procede a realizar la inspección del tracto gastrointestinal, el cual comienza con la cavidad oral y el esófago. Cuando las tortugas se alimentan, ingieren gran cantidad de agua que expelen a través de las fosas nasales. Durante este proceso, las espinas del esófago ciernen el alimento del agua, estómago, intestinos y termina con la cloaca, durante el exámen del tracto intestinal, es una buena oportunidad para tomar muestras de estómago para saber el tipo de dieta que consumió dicho animal. Algunas cosas a buscar incluyen la presencia de materiales extraños así como, úlceras en la mucosa o sangre en la luz del órgano; también la presencia de heces muy duras en el intestino, incluyendo la presencia de parásitos o texturas arenosas en la mucosa. 11, 20, 33 Una vez extraído el tracto gastrointestinal, se pueden observar los pulmones los cuales se encuentran adheridos al caparazón en ellos se revisa su color y consistencia, éstos deben ser esponjosos, lisos y rosados; posteriormente se continúa la revisión de la aorta descendente, la vejiga urinaria, los riñones, las gónadas y la grasa inmediatamente debajo del caparazón. 33 El cerebro es el último órgano a revisar; para esto es necesario cortar la cabeza con una sierra. El encéfalo es relativamente pequeño en relación a la glándula salina que es la otra porción mayor de la cabeza; la glándula es usada para osmoregulación (eliminación de sal del cuerpo) ésta es lobular y de 192
coloración rosada a café pálido homogéneo. Las anormalidades incluyen manchas pálidas o textura arenosa. 33, 58
8.16.5 Toma de muestras para histología. Para la fijación adecuada, es importante colocar las muestras de un tamaño adecuado con una proporción adecuado de formol bufferado (1 parte de muestra por 10 de formol), ya que si se toma demasiado tejido se pone en riesgo la penetración adecuada de la formalina y si es demasiado pequeño se puede perder la lesión; de manera ideal el tejido no debe ser más grueso de 0.5 cm y de largo puede ser 1 a 3 cm según lo considere el prosector. 12, 33 Si hay una lesión en el tejido, es importante tomar una porción de tejido normal para poder reconocer el órgano del que se trata. Vale la pena mencionar que en el caso de fauna silvestre donde se tienen pocas oportunidades de efectuar la necropsia es importante recolectar un poco de todos los tejidos para poder hacer un banco de datos y así saber si lo que vemos es normal en alguna especie o es un trastorno patológico.
11, 33
8.17 TÉCNICA DE NECROPSIA EN SERPIENTES. 8.17.1 Historia clínica. El interrogatorio que se le hace al propietario del animal es muy importante ya que con estos datos se realiza la historia clínica, y se puede empezar a formar un diagnóstico preliminar. El clínico debe tener conocimientos básicos de biología y fisiología de los reptiles solo así apreciara las condiciones anormales del estado del animal. 20, 58
8.17.2 Inspección externa. Como primer paso se determina el sexo de la serpiente, esto se logra inyectando solución salina caudalmente a la cloaca, produciendo el prolapso de los hemipenes en el caso de machos, en el caso de hembras solamente se produce el prolapso de la cloaca (bordes). 20 193
Las serpientes son un grupo fácil de evaluar. Como en otros animales, el sistema tegumentario da magnífica información acerca de la condición interna. Normalmente, la piel de la serpiente (dependiendo de la especie) está de lisa a rugosa (escamas alzadas o aquilladas). En algunas especies, la piel está muy enrollada y pierde su apariencia, dando a la serpiente una apariencia deshidratada. Para la mayoría de las especies, la piel es brillante y reluciente después de la ecdisis. La piel debe ser examinada dorsalmente y centralmente, los márgenes de las escamas ventrales deben ser inspeccionadas para detectar lesiones, particularmente congestión y necrosis. El cuerpo del animal puede ser palpado por un simple movimiento con las manos, por ambos lados a todo lo largo. Las masas y abultamientos dentro y bajo de la piel son fácilmente identificables por este método.
11, 20, 58
La revisión de ojos tiene el fin de encontrar espéculos retenidos después de la muda, ácaros (por ejemplo Ophionyssus natricis) o traumatismos. 20 En la cavidad oral se revisan los dientes (la mayoría de las especies de serpientes tienen 4 filas de dientes en la arcada superior y 2 filas en la mandíbula inferior todos los dientes son curvados caudalmente), la mucosa oral es más pálida que la de los mamíferos, en estado normal, las mucosas deben ser brillantes y lisas, la glotis de las serpientes se localiza en el tercio rostral de la cavidad oral y la lengua es localizada en un divertículo bajo la glotis en esta hay que revisar si existiese una infección local o traumatismos, cuando se realiza una auscultación de la cavidad oral, se pueden observar las narinas internas, las serpientes con estomatitis y/o neumonía pueden tener acumulaciones masivas de detritus caseosos dentro de las narinas, para inspeccionar estas, se utiliza una jeringa llena con solución salina y con la cabeza de la serpiente hacia arriba, la punta de la jeringa es puesta firmemente sobre la abertura de las narinas externas y la solución salina es dirigida a través de los pasajes nasales (puede ser necesario repetir esto varias veces). 11, 20, 58
194
La cavidad nasal y el órgano vomeronasal, esta situado en el techo de la cavidad oral, caudal a las escamas rostrales y dentro de los márgenes de la arcada superior, estos se deben revisar en busca de secreciones y traumatismos (Figura 89). Por último es necesario realizar la inspección de la cloaca, se deben buscar rastros de defecación y secreción de las glándulas anales. 20, 58
Figura 89. Revisión de la cavidad oral de una serpiente. (Foto: tomada del manual de necropsias UNAM 2010)
8.17.3 Incisión primaria. Posición del cadáver: El animal se coloca decúbito dorsal, posteriormente se realiza una incisión sobre toda la línea media del cadáver, iniciando ésta a partir de la terceraera escama ventral, todo esto evitando penetrar a la cavidad celómica y no perforar los órganos, ya incidida la piel se corta la serosa con tijeras de punta roma; posteriormente se evalúa el estado nutricional del animal, observando las reservas de grasas y el estado de las masas musculares además se debe tomar nota si existiese la presencia de líquidos dentro de la cavidad celómica.
20, 58
(Figura 90)
Figura 90. Revisión de la cavidad celómica. (Foto: tomada por e autor, 2008) 195
Se deben tomar muestras estériles de los pulmones, hígado y bazo para cultivo antes de manipular los demás órganos. Como siguiente paso se ubica la glándula tiroides por delante del corazón (este es un órgano único ubicado en la línea media en algunas especies y un órgano pareado en otras) y tomar muestras para histología. 20, 58 Se extraen los órganos iniciando desde cavidad oral, se extrae la tráquea, corazón y pulmones. Posteriormente se separa la tráquea y pulmones del esófago, estómago e intestinos Se incide la tráquea (recordar que los anillos son completos)
y posteriormente se realiza la
inspección de los pulmones en busca de zonas firmes o nódulos. 20 Como siguiente paso se incide el corazón (únicamente con dos cortes en forma de “v”). Posteriormente se extrae el tracto intestinal completo, comenzando en la
cavidad oral. Se incide el estómago e intestinos para revisar su contenido y mucosa (Figura 91). Ya extraído este paquete se extrae el hígado, bazo y páncreas, evaluando su estado.
58
Por último se extraen los órganos
reproductores y las glándulas adrenales (ubicadas en la línea media por delante de los órganos reproductores). 20, 58
Figura 91. Incisión del estomago. (Foto: tomada por el autor, 2008)
En las hembras, se retira el oviducto y los ovarios, se procede a realizar la disección de los riñones de la cavidad celómica, posterior a esto se toman las muestras pertinentes. 20 En el caso de requerir el cerebro, es necesario cortar el cráneo, introduciendo la tijera por el foramen magno y dirigir la punta hacia el ojo, (esto se tiene que hacer con cuidado para no destruir el cerebro), ya hecho este corte se realiza el mismo procedimiento del lado contrario para así levantar el techo del cráneo y extraer el cerebro. 196
20
Cuadro 9. Vía de toma de muestra sanguínea en tortugas, serpientes y lacértidos: ESPECIE
VÍA DE LA
SITIO DE LA TOMA
TOMA
CALIBRE DE LA AGUJA
Vena coccígea ventral, Tortugas,
intravenosa
vasos linfáticos.
serpientes y
Vena yugular, vena
lacértidos
braquial, poplítea.
Tortuga,
21-22G
intracardiaca
En serpientes y lacértidos
18-25G
Plexo venoso
Con un tubo microcapilar,
Tubo
orbital
introducir en círculos en el
microcapilar
serpientes y lacértidos
lacértidos
apéndice del ojo. En serpientes de cualquier Tortugas, serpientes y lacértidos
vertebra de preferencia la interósea
occipital, en tortugas y lacértidos del fémur o humero.
Kielbach., Necropsy of veterinary, ed. Mosby, EE.UU. 1995
197
18-25G
CAPÍTULO 9. ANEXO 9.1 Técnicas de administración de medicamentos. A nivel mundial existen grandes problemas que afectan al ambiente,
por
ejemplo la acelerada pérdida de la diversidad biológica, el cambio climático, la ampliación de la frontera agropecuaria, la pérdida de los ecosistemas naturales, así como la extinción de especies, el tráfico de fauna y ejemplares silvestres como mascotas; esto impulsó el nacimiento de la Biología de la Conservación, multidisciplinaria por definición, en la cual la Ciencia Veterinaria juega un rol preponderante e ineludible. No cabe duda que la participación de los Médicos Veterinarios en la temática en cuestión viene incrementándose y lo seguirá haciendo en los próximos años, de la misma manera que crecen los problemas referidos a la conservación de la fauna. Se necesita superar el debate que se ha dado por décadas sobre la importancia relativa para la conservación de la salud de la vida silvestre.
73
En este sentido la Medicina Veterinaria especializada en fauna silvestre y la adecuada medicación de animales de compañía no convencionales, debe ser fundamental en la preparación académica veterinaria, pretende propiciar en el estudiante un manejo médico crítico para enfrentarse a esta problemática; en primera instancia con los instrumentos que brindan la clínica general y la patología quirúrgica y siempre utilizando los recursos que proporciona la Medicina de la Conservación.
73
Por lo general, en la clínica de fauna silvestre, la selección de vía y técnica de administración de fármacos se basa en diversos factores, de los cuales los mas importantes incluyen las propiedades fisicoquímicas del compuesto a usarse y de su fórmula; la indicación terapéutica, fisiopatología de la enfermedad, la especie del ejemplar, condición fisiológica, facilidad de manejo y control del animal y factores económicos.
8
Para una adecuada medicación de ejemplares silvestres, es necesario apoyarnos de la farmacología, la cual es la ciencia que nos enseña las características, virtudes y métodos en que actúan de los medicamentos. 198
79
En el mercado existen fármacos con diferente nombre y precio, pero el principio activo es el mismo. 73
9.2 Definiciones que debemos conocer antes de la administración de fármacos.
Amplio espectro: Este concepto es aplicado especialmente a los antibióticos y antiparasitarios. El espectro de acción se determina de acuerdo a la cantidad de especies de microorganismos infecciosos o parásitos que controla, por lo tanto un antibiótico o un antiparasitario son de amplio espectro cuando controlan gran cantidad de microorganismos o parásitos. 8, 79
Larga acción: Este concepto tiene que ver con el tiempo que dura el efecto de un medicamento en el cuerpo del animal y se usa comúnmente para los antibióticos y algunos antiparasitarios de efecto prolongado. 79
Corto espectro: Este concepto se aplica también a los antibióticos y antiparasitarios, significa lo contrario del amplio espectro, es decir que hay antibióticos
que
controlan
pocos
tipos
de
microorganismos
antiparasitarios que combaten pocos tipos de parásitos.
y
79
Corta acción: Es cuando el efecto de un fármaco es corto (un día como máximo). Por ejemplo; complejos vitamínicos cuyo efecto máximo es durante un día. La mayoría de antibióticos,
antiinflamatorios,
antiparasitarios, son de corta acción.79
Dosis: Es la cantidad de medicamento que se debe aplicar a un animal. La dosis de medicamento depende del peso vivo del animal (PV) y de la gravedad del problema que queremos resolver. 8, 79
199
Presentación: Es la forma en que el medicamento viene listo para usarlo. Algunos medicamento vienen en forma de polvo soluble en agua, solución inyectable, solución vía oral, pomada, etc.
79
Definición: Es el sitio donde se aplica un fármaco o medicamento. 8
9.3 Pautas para el buen uso de los Medicamentos. El buen uso de los medicamentos es una responsabilidad que debemos asumir, el empleo inapropiado de estos productos veterinarios nos puede conducir al fracaso en nuestro intento por querer ayudar. Es necesario tener presente las siguientes pautas antes de usar y durante el uso de un medicamento. Una vez establecido el posible diagnóstico, se procede a la aplicación del tratamiento. 79 Antes de aplicar el tratamiento es necesario leer las instrucciones que aparecen en la etiqueta de cada producto: Indicaciones del producto, precauciones para su uso y la dosis que se debe usar. La dosificación para fauna silvestre, en la mayoría de los casos se dosifica en base a tasa metabólica, lo cual implica conocer mas en base a posología para realizar una adecuada medicación.
35, 79
9.4 Vías de administración de fármacos en mamíferos silvestres. 35, 57 Factores a considerar para la elección del sitio de aplicación: • Especie a dosificar . • Factores inherentes al fármaco. • Tipo de acción. • Diferencias anatómicas y fisiológicas entre especies. • Carácter y comportamiento del ejemplar. • Edad. • Sexo. • Raza. • Estado del paciente. • Patologías existentes. 200
• Propiedades fisicoquímicas del medicamento. • Solución, suspensión y emulsión: limitan la vía de administración. • pH del medio – pK de la droga.
9.4.1 Clasificación. 57
Parenteral.
Cutánea.
Mucosas: Conjuntival Canal galactóforo Vaginal o uterina
Oral o enteral.
Inhalable.
Inyectable: Intravenosa Intramuscular Subcutánea Intraperitoneal Intradérmica Intraarticular Epidural
9.4.2 Parenteral. Es el procedimiento que se realiza para administrar medicamentos en solución o suspensión por medio de una inyección.
57
9.4.3 Cutánea. Acción: Local y sistémica La capacidad del fármaco
para ser absorbido depende de dos procesos
consecutivos: 1.- debe disolverse y liberarse del vehículo 2.- penetrar a través de la capa de queratina y células epidérmicas Técnica: a través de la aplicación local, baños de inmersión y aspersión. Contraindicaciones: Falta de extracto corneo o inflamación y lamido. 8, 81 201
9.4.4 Vía oral. Es el procedimiento en el que se introduce el medicamento para que se absorba a través de la mucosa gastrointestinal o produzca efectos locales en el tubo digestivo. Indicaciones: Siempre que el ejemplar pueda retener el fármaco en el estomago. Contraindicaciones: Presencia de vómito, usuarios sometidos a aspiración gástrica o intestinal, estado de inconsciencia, dificultades de deglución. Factores a considerar: pK de la droga, solubilidad, tamaño de la partícula, enzimas digestivas, presencia o ausencia de alimento, degradación ruminal o intestinal, enfermedades del tracto digestivo.
8, 57, 81
Ventajas: Comodidad, seguridad, bajo costo. Desventajas: de acción lenta, predispone a neumonía por aspiración, presencia de vómito y diarrea. 57
9.4.5 Vía intravenosa. Es de rápida acción, acompañada o no de una corta duración, con cierto control sobre la velocidad de administración la cual es lenta generalmente, admite grandes volúmenes, puede administrarse sustancias de amplio rango de pH, es muy importante el cálculo de la dosis: mg/kg. Así como la velocidad de infusión. 81 Técnica: En pequeños mamíferos, los sitios de acceso con: vena cefálica antebraquial, safena externa, yugular, femoral, mamaria y coccígea. 81
9.4.6 Vía intramuscular. Es la inyección del fármaco en la profundidad del tejido muscular. Indicaciones: Cuando se requiere una absorción del medicamento mas rápida que por vía oral o subcutánea, aplicación de cantidades relativamente mayores, cuando la sustancia es muy irritante para el tejido celular, subcutáneo, mucosa
202
masticas y endotelio; cuando el medicamento puede ser modificado por los jugos gástricos. 57 Técnica: Se utilizan las grandes masas musculares, alejadas de vasos y nervios, admite suspensiones acuosas, soluciones y compuestos de liberación sostenida. Sitios de aplicación en mamíferos: Región lumbar, cara posterior del muslo en el tercio medio a superior. Músculos: Dorsal largo, semi-membranoso y tendinoso Tabla del cuello Cara interna del muslo Contraindicaciones: Irritación y necrosis, infecciones, depósito inadecuado, Subcutánea. 57, 81
9.4.7 Vía subcutánea. El fármaco es depositado por debajo de la piel del dorso, levantando la piel con una mano e introduciendo la aguja con la otra. 35
9.4.8 Vía intraperitoneal. Tomando en cuenta la rápida absorción por esta vía y el fácil acceso a la misma, es una de las vías más utilizadas en la clínica. En el caso del pequeños mamíferos, se toma por el dorso, se vuelve hacia arriba presentando la región abdominal, se sujeta firmemente de los miembros posteriores y se inyecta en la parte alta del cuadrante inferior izquierdo del área abdominal, insertando la aguja con una inclinación de 45 grados con respecto al plano corporal.
57, 81
9.5 Vías de administración de fármacos en reptiles. Las vías de administración de fármacos en reptiles son similares a las que se usan en aves, sin embargo la vía intracelómica y epicelómica son específicas para reptiles.58 203
El sistema portal renal de muchas especies de reptiles hace que la sangre procedente de la zona caudal y pélvica, pase por riñón antes de llegar a la circulación general, por esta razón deben tomarse precauciones al administrar medicamentos en la zona caudal. Por esta razón, siempre que sea posible se usarán lugares de administración ubicados en la mitad craneal del reptil.
17, 56, 57
Esto es especialmente importante cuando se usan fármacos potencialmente nefrotóxicos como los aminoglucósidos.
58
Cuando se usan este tipo de
fármacos, se recomienda la administración simultánea de fluidos por vía oral o parenteral,
así
como
una
adecuada
hidratación
del
ejemplar. 58
9.5.1 Vía oral. La vía de administración oral es poco usada en quelonios, principalmente debido a las dificultades que se presentan para colocar las sondas estomacales en este grupo, sin embargo es posible y simple administrar fármacos mezclados con el alimento, siendo así ingeridos en forma voluntaria. En serpientes y lagartos la vía oral es relativamente y la introducción de la sonda hasta el estómago se logra con facilidad, debido a la ubicación de la glotis en la cavidad oral. No se deben administrar volúmenes grandes para evitar la regurgitación.47, 56
9.5.2 Vía parenteral. En reptiles, la mayor parte de los fármacos inyectables se administran por las siguientes vías: -Intramuscular (IM) -Subcutánea (SC) -Intracelómica (equivalente a la Intraperitoneal) (IC ó IP) -Epicelómica (EC) Para la toma de muestras sanguíneas se emplean las vías intracardíaca (IC), intravenosa (IV) o ambas según la especie. 47
204
Estas dos vías rara vez se usan en reptiles para la administración de fármacos, prefiriéndose las citadas anteriormente, pero pueden ser usadas con fines experimentales.47
9.5.3 Vía intramuscular (IM) En quelonios, se emplean las masas musculares de los miembros anteriores, según el tamaño del animal. En lagartos y caimanes se administra en los miembros anteriores y en los músculos dorsales de la cola. Alternativamente se pueden usar las masas musculares dorsales, ubicadas a ambos lados de la columna vertebral.56 ,81 En ofidios se emplea el musculo largo dorsal, que se encuentra localizado a ambos lados de la columna vertebral.
47, 58
9.5.4 Vía subcutánea (SC) En quelonios se administra en la piel laxa que rodea los miembros, en saurios o lagartos en la piel laxa de los flancos y en ofidios se hace un pliegue en la piel de los flancos (menos laxa que en lagartos) pellizcando con los dedos.
47
En todos los casos, si el volumen a administrar es grande (en relación al tamaño del animal), se fraccionará la dosis total, inyectándola en lugares diferentes.47
9.5.5 Vía intracelómica (IC ó IP) En la mayoría de las especies de reptiles no existe un diafragma que divida el tórax del abdomen, por esa razón se habla de cavidad celómica y de vía intracelómica. En quelonios se administra a través de la piel de la zona iliaca abordando así a la cavidad intracelómica, en saurios se realiza sobre la cara ventral, por delante de los miembros posteriores y en ofidios, sobre la cara ventral, se introduce la aguja entre escamas en el tercer tercio posterior. 47
9.5.6 Vía epicelómica (EC) Los quelonios la cavidad epicelómica la cual se localiza entre los músculos pectorales, el pleuroperitoneo y el plastrón. 47 205
9.6 Vías de administración en aves. La quimioterapia en aves silvestres presenta un desafío al Médico Veterinario, muchas veces difícil de resolver. Los fármacos que se utilizan para dichas especies no han sido elaborados específicamente para éstas, por lo que se desconoce su efectividad en muchas de las especies. La elección de la mayoría de los fármacos está basada en datos obtenidos de la farmacopea humana
o veterinaria, de estudios en animales de laboratorio o de
experimentos in vitro y de la experiencia clínica de profesionales en el tema.
13
Las dosis, frecuencias, duración del tratamiento y las vías de administración de medicamentos fueron extrapoladas de otros estudios. Actualmente, todos los ensayos se están cotejando con estudios de farmacocinética realizados en diferentes especies de
aves. Posteriormente, éstos van a tener que ser
ampliados para obtener información sobre el uso de fármacos en cada especie, es conveniente tener en cuenta la seguridad, la relación con la edad, sexo, estado nutricional y estado fisiológico.
13, 69
Antes de elegir la vía de administración para un fármaco, se debe considerar lo siguiente: 69 - Gravedad del proceso a tratar. - Número de individuos a tratar. - Existencia y disponibilidad de un producto adecuado y accesible. - Frecuencia de administración del fármaco y duración total del tratamiento. - Grado requerido de participación y colaboración del propietario.
9.6.1 Medicación en el agua de bebida. Ventajas: - Aconsejable para tratar gran número de aves. - Fácil de preparar y de administrar. - La dosificación no necesita ser tan exacta como por vía parenteral. - No provoca estrés por captura ni por sujeción. - El ave puede ser tratada en su domicilio. - La presencia del producto en el agua puede disminuir la transmisión de ciertas enfermedades a través del agua de bebida. 206
13, 57, 69
Desventajas: - Muchos medicamentos tienen mal sabor, mal olor o colorean el agua, motivo por el cual la mayoría de las aves deja de beber, pudiendo deshidratarse y empeorar. - Contraindicada en aves de áreas desérticas como periquitos australianos, aves rapaces y psitácidos en general. Éstas son capaces de utilizar el agua metabólica y sospechan de cualquier líquido distinto del agua natural. - No es segura la cantidad de agua consumida, por lo que raramente se alcanzarán los niveles deseados del fármaco en sangre. - Muchos productos no son estables o solubles en agua. - Los niveles deseados del fármaco en sangre son alcanzados lentamente, por lo que esta vía no es adecuada para tratar pacientes en estado grave. - Algunos fármacos no se absorben por el tracto gastrointestinal o lo hacen muy lentamente. - El fármaco debe gozar de un amplio margen de seguridad por si el ave bebe en exceso. 13, 69
9.6.2 Alimento medicado. Generalmente se medican los alimentos blandos, se impregnan semillas descascarilladas con el fármaco. Ventajas: - Puede aplicarse a un gran número de aves. - Útil para medicar aves que toman poca agua. - No se provoca estrés por captura ni sujeción. - Indicado para medicar aves pequeñas al mezclar el producto en el alimento. 13, 57
Desventajas: - El sabor, el aspecto o el olor del producto pueden provocar una disminución de la ingesta de alimento y del fármaco. - Es incierta la cantidad de medicamento ingerida.
207
- Las aves enfermas consumen menos
alimento, por lo que tampoco
conseguirán un nivel adecuado del fármaco en sangre. - Los niveles deseados del fármaco en sangre se alcanzan lentamente. - Puede existir interferencia de ingredientes de la dieta con la absorción del fármaco. - En aves que descascarillan las semillas con el pico, no pueden utilizarse semillas enteras medicadas.
13
9.6.3 Medicación vía oral. Permite administrar dosis precisas con relativa facilidad según sea la aceptación del ave. Para la administración oral de un medicamento se podrán utilizar: golosinas medicadas, goteros de plástico, comprimidos o sonda esofágica. 13, 69 Ventajas: - Fácil de administrar. - Los implementos requeridos son fáciles de conseguir e higienizar. - Se conoce la cantidad de medicamento consumido. - Las dosis no tienen que ser tan exactas como por la vía parenteral. - Buen procedimiento para infecciones del tracto digestivo. Desventajas: - Normalmente, el ave debe ser capturada y sujetada, lo que ocasiona estrés. - La lengua de los loros es muy móvil y con frecuencia se niegan a deglutir. Se suele perder algo de medicamento. - Son inciertos los niveles del fármaco obtenidos en sangre y éstos se alcanzan lentamente. - Se puede provocar neumonía por aspiración, al administrarse por una vía falsa. - El ave puede regurgitar si se llena rápidamente su buche. - Dificultad de administración por parte del propietario, incluso en aves mansas (conforme pasa el tiempo, el ave asocia y rechaza la administración). 13, 69 208
9.6.4 Técnica de sondaje esofágico: Se utilizan sondas metálicas rígidas de extremo romo, o en su defecto, las que se emplean para lavados óticos. También pueden utilizarse sondas flexibles de goma o polipropileno como las usadas para sondaje uretral o alimentación naso-gástrica. Las primeras no son aconsejables para psitaciformes, debido a que sus fuertes picos suelen cortarlas.
69, 73
El grosor dependerá del tamaño del ave. Se debe sujetar la cabeza del ave y extenderla suavemente con el fin de estirar el cuello. La sonda se introduce del lado izquierdo del pico (en psitaciformes, de no utilizar sondas rígidas, es necesario el uso de abrebocas) y con suavidad se cruza horizontalmente hacia el lado derecho del ave, por la parte dorsal y caudal de la lengua, evitando así introducirla en la glotis. Posteriormente se coloca verticalmente y se introduce en el esófago y buche. Si se siente alguna resistencia al paso de la sonda, será necesario reubicar la sonda o empezar de nuevo. Nunca se debe forzar; las paredes del esófago y del buche son muy finas y
pueden lacerarse y
perforarse. Antes de administrar el fármaco, los fluidos o el alimento, se debe cerciorar por palpación de que la sonda se encuentre en el buche. Administrar lentamente los fluidos o el alimento, observando el fondo de la cavidad oral, por si éstos son regurgitados o el buche se llena. En estos casos, es necesario suspender inmediatamente la administración y colocar al ave boca abajo para que los elimine, evitando que entren en las vías respiratorias. El volumen máximo a administrar por esta vía no debe exceder los tres ml/100 g de peso corporal. Esta técnica es usualmente utilizada para realizar fluidoterapia o alimentación forzada. 13, 69, 57, 73
9.6.5 Inyección subcutánea. Los sitios de inoculación
son la
zona
posterior del
cuello, el
área
interescapular (no introducir fármacos en el saco aéreo cérvico-cefálico), los pliegues inguinal y axilar. 13 Ventajas: - Permite administrar volúmenes grandes del producto. - Una vez sujeta el ave, el medicamento se administra con facilidad. 209
- Se sabe con certeza la cantidad exacta que recibe el animal. - Es utilizada principalmente para rehidratar aves en casos de poca gravedad. Desventajas: - El ave debe ser capturada, sujetada e inmovilizada, lo que le ocasiona estrés. - Algunas drogas no se absorben al máximo por esta vía. - Como la piel de las aves es poco elástica, el fármaco administrado sale con frecuencia al exterior por el punto de inyección. - los productos irritantes pueden provocar necrosis y ulceración de la piel.
13, 73
9.6.6 Inyección intramuscular. Es el método parenteral más sencillo y preferible. Deben utilizarse jeringas de tuberculina y con divisiones en décimas de ml. El punto de inyección son los músculos pectorales, preferentemente en los 2/3 caudales. El fármaco debe ser administrado lentamente para evitar hematomas en el punto de inoculación. 57 Normalmente, los músculos del muslo no se utilizan debido a la existencia del sistema portarrenal, que podría provocar una pobre distribución sistémica del fármaco a causa de su rápida excreción o de la acumulación de niveles tóxicos en el riñón. La inyección en este sitio está indicada en caso de aves severamente emaciadas, con una disminución importante de los músculos pectorales o en el caso de las ratites (ñandú, avestruz, emú), donde éstos se encuentran poco desarrollados. En tratamientos prolongados, se deberán alternar los puntos de inyección.
13, 69
Ventajas: - Una vez sujeta el ave, el medicamento se administra con facilidad. - Se sabe con certeza la cantidad exacta que recibe el animal. - Se alcanzan rápidamente los niveles deseados en sangre Desventajas: - El ave debe ser capturada y sujetada, lo que le ocasiona estrés. - No todos los productos pueden ser administrados por esta vía. 210
- Debe conocerse el peso exacto del ave. - Es necesario controlar el volumen máximo a administrar por punto de inoculación. - Inyecciones múltiples, muy rápidas, o la administración de drogas irritantes suelen causar dolor, inflamación o necrosis muscular, que pueden impedir el vuelo, por lo que no está indicada en aves de deporte (palomas mensajeras, rapaces para caza). - No indicada en neonatos, por falta de masa muscular.
13, 69, 73
- Deben esterilizarse los implementos si van a ser utilizados más de una vez.
13
9.6.7 Inyección intravenosa. Se utiliza en aves gravemente enfermas, para intervenciones de urgencia, o con drogas que no puedan darse por otra vía. Las venas de elección para la administración de fármacos o fluidos son: la cutánea cubital y la braquial (aves de más de 100 g de peso), metatarsal medial (aves de más de 500 g de peso) y la vena yugular derecha (aves iguales o menores a un periquito australiano). 13, 73
Ventajas: - Permite administrar dosis exactas. - Rápida absorción y distribución del fármaco por el organismo. Desventajas: - Difícil de aplicar en aves pequeñas. - Se requiere de una sujeción e inmovilización precisa (sedación). - Deberá conocerse el peso exacto del ave. - No permite muchas administraciones continuadas. - Aparecen hematomas y hemorragias con facilidad, que pueden provocar shock en aves pequeñas.
73, 69
211
9.6.8 Inyección intraósea. Es la vía de elección para rehidrataciones prolongadas. Por ella podemos administrar tanto fluidos como suplementos de nutrición parenteral y varios tipos de medicamentos.
13, 69
Tiene la ventaja sobre la cateterización endovenosa debido a la suma fragilidad de las venas de las aves, por su poco soporte por los tejidos circundantes y a causa de la dificultad de mantener un catéter endovenoso en su sitio. La técnica intraósea utiliza trocares y catéteres de punción medular pediátricos o para pequeños animales (de diámetro adecuado). Esta técnica requiere de anestesia. 13, 73 En primer lugar se retiran las plumas del área, se limpia y desinfecta el punto de entrada, porción lateral y distal de la ulna o porción craneal y proximal del tibiotarso (ambos huesos no neumáticos de fácil acceso). Una vez que el trocar atraviesa la cortical del hueso, el catéter debe ser introducido paralelamente a su eje longitudinal, para cerciorarse de que la cánula se encuentre en la cavidad medular del hueso, se aspira la médula ósea con una jeringa. Una vez introducido el catéter, se sujeta su boquilla al carpo mediante un punto quirúrgico o tela adhesiva y se realiza un vendaje para soporte a éste, evitando su desplazamiento. La administración de sustancias podrá realizarse mediante un sistema de goteo. 13, 69, 73 Ventajas: - Indicada para administraciones continuas en situaciones de urgencia. - Rápida absorción y distribución del fármaco por el organismo. - La técnica es fácil y no produce estrés una vez que la cánula ha sido colocada. Desventajas: - Difícil de aplicar en aves pequeñas. - Se requiere de sujeción, inmovilización y sedación del ave. - Deberá conocerse el peso exacto del ave. - Requiere técnica e instrumentos estériles, para evitar osteomielitis. 212
- No pueden utilizarse productos irritantes. - La cánula no es tolerada por los psitácidos.
73, 69
9.6.9 Inyección intraperitoneal/intracelómica. Esta tecnica no se recomienda, debido a que puede inyectarse el fármaco en un saco aéreo. 13
9.6.10 Inyección intranasal. Es utilizada para administrar antibióticos (en caso de rinitis o sinusitis) y descongestivos.13 Antes de administrar el fármaco, es necesario cerciorarse de que su viscosidad es reducida y no ocluirá las narinas. Se administra el fármaco en las narinas. Para lavado nasal: se presiona la jeringa (sin aguja) contra la abertura de las narinas y se inyecta de 0.25 a 1 ml (según el tamaño del ave) de una mezcla de solución salina y antibiótico, la que deberá fluir por la coana, el orificio nasal opuesto y el ojo lateral. Los lavados se alternarán en cada narina hasta que se utilice toda la mezcla indicada o no exista más eliminación de exudados. 13, 73
9.6.11 Inyección intrasinusal. Es una vía útil para el tratamiento de procesos inflamatorios localizados en el seno infraorbitario. Se accede introduciendo una aguja a través de la piel en la zona caudal a la comisura del pico, por debajo del arco zigomático, sin penetrar en él más de dos milímetros. 73
9.6.12 Medicación vía inhalatoria. Requiere de aerosoles de 1 a 7 µm de diámetro que penetran en el tracto respiratorio para vehiculizar fármacos o humidificarlo. Se aplica con éxito para tratar tanto sinusitis como infecciones respiratorias bajas (neumonía y aerosaculitis). La técnica consiste en colocar al ave en un recipiente con mínima ventilación o tapar su jaula con una bolsa de polietileno transparente y colocar en el interior el vaporizador. En caso de utilizar bolsa de polietileno, se 213
debe proveer la de ventilación a través de orificios para evitar que la presión se eleve. Esta vía produce poco estrés al ave. Las sesiones de nebulización se administran de 10 a 30 minutos cada 4 horas. 13 Ventajas: - Indicada para tratar vías respiratorias altas y bajas. - La técnica es fácil y no produce demasiado estrés al ejemplar. Desventajas: - Difícilmente se consiguen niveles terapéuticos del fármaco en sangre. - Se requieren tamaños de partículas pequeñas (ideal 3 µm). - Su uso es un complemento de las terapias sistémicas.
13
9.6.13 Medicación vía intratraqueal. Esta indicada para el tratamiento de granulomas por Aspergillus en la tráquea, siringe o bronquios. El ave debe ser sujetada firmemente e inmovilizada en posición vertical. (8) La técnica consiste en abrir el pico utilizando tiras de gasa o un abrebocas, se introduce en la glotis un catéter con orificio en la punta, unido a una jeringa y se administra el medicamento. Para realizar un lavado traqueal, se aplican de 1 a 2 ml. de solución salina fisiológica por kg. de peso corporal y aspirarla inmediatamente. 13
9.6.14 Medicación tópica/oftálmica. Reservada para la administración de pomadas, cremas, geles y colirios oftálmicos. Es útil para el tratamiento de dermatitis, quemaduras, conjuntivitis y queratitis. 13 Ventaja: - La delgada piel de las aves favorece una rápida y completa absorción del fármaco.
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Desventajas: - La mayoría de la superficie corporal está cubierta por plumas, lo que dificulta el fácil acceso a la piel. - Se debe evitar que el exceso de producto pueda manchar las plumas, disminuyendo su efecto aislante y termorregulador. Por este motivo son preferibles las preparaciones hidrosolubles. - Se debe evitar la ingestión del producto por parte del ave, debido a que puede resultar tóxico. - Los colirios oculares retardan menos la cicatrización corneal que las pomadas, pero requieren ser administrados con más frecuencia.
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13, 73
CONCLUSIÓN La información comprendida en este manual será de utilidad para el estudio de la Asignatura de Clínica de Animales de Zoológico, la cual se podrá tener a la mano como una guía que le brinde al alumno los conocimientos necesarios sobre el cuidado que requiere cada especia para su exploración, desde el aspecto legal, procedimientos para la recepción y evaluación medica. . El presente manual permitirá al estudiante de Medicina Veterinaria enfocado a la clínica de fauna silvestre resolver las preguntas mas frecuentes sobre contención física y química de especies en condiciones de vida libre, en cautiverio o en parques zoológicos. También será de utilidad para que pueda realizar un exámen físico completo para llegar a un diagnóstico certero así como poder realizar una necropsia según la especie. De igual manera brinda información para los Veterinarios que quieran introducirse en la clínica de mascotas silvestres como fuente de consulta rápida, ya que contiene los puntos básicos para dar la atención adecuada a un ejemplar y su correcta medicación.
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