MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN DE INSECTOS Benigno Gómez y Gómez Robert W. Jones
MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN DE INSECTOS BENIGNO GÓMEZ Y GÓMEZ Colección de insectos asociados a plantas cultivadas en la frontera sur EL COLEGIO DE LA FRONTERA SUR Unidad Tapachula
ROBERT W. JONES Licenciatura en Biología Facultad de Ciencias Naturales Universidad Autónoma de Querétaro
Tapachula, Chiapas. México. 2002
Contenido Introducción
i
La Colecta Entomológica
1
Métodos Directos
1
Red entomológica
1
Red para mariposas
2
Red de golpeo
2
Manta de golpeo o paraguas entomológico
3
Red acuática
4
Aspirador
4
Métodos Indirectos Cebos
5 6
Cebos animales
6
Cebos vegetales
7
La luz y los colores
7
Trampas
8
Trampa Malaise
8
Trampa de barrera o ventana
10
Caja de Shannon
10
Trampa Pit fall
11
Trampa de agua
11
Trampa de emergencia
12
Trampa de luz
14
Trampa tipo Charaxes
16
Necrotrampas
16
Colecta en Ambientes Particulares
18
Embudo de Berlese
18
Colecta en hojarasca
19
Cámara de tallos vegetales huecos
19
Ramas podridas
19
Cuevas
19
Nidos y madrigueras
20
Técnicas de preservación
21
Cámara letal
21
Alcohol al 70-95%
23
Líquido de Pampel
23
Bouin alcohólico
23
Líquido de Dietrich
23
Solución KAAD
24
Solución XA
24
Líquido de Khale
24
Agua caliente
24
Técnica para preservación de lepidópteros
25
Transporte de los insectos colectados
26
Montaje y Conservación
27
Conservación en seco
27
cámara húmeda
27
Empalamiento o montaje con alfileres entomológicos
27
Bloque de montaje
29
Extendedor o restirador de mariposas
30
Doble montaje o montaje con triángulo
30
Montaje con minucias
30
Conservación en líquido
31
Conservación en preparaciones permanentes
31
Rotulación (etiquetado)
32
Almacenaje
32
Cría y Manutención
34
Referencias Bibliográficas
35
Introducción El presente manual, esta diseñado para llevar al lector desde la captura de un insecto hasta como conservarlo en una colección entomológica. Para tal motivo, el documento esta divido en cinco grandes secciones: 1) La colecta entomológica; 2) Técnicas de preservación; 3) Transporte del material colectado; 4) Montaje y conservación; 5) Cría y manutención. La primer sección, relativa a los métodos de captura, esta divido en los métodos directos e indirectos que existen. La parte relativa a los métodos directos, nos introduce a los medios, herramientas y utensilios frecuentemente utilizados. El apartado de métodos indirectos, da cuenta de los cebos y trampas comúnmente empleados en la captura de insectos. Por último dentro de esta sección se comenta sobre la colecta en ambientes especiales. La segunda sección, ofrece una variedad de técnicas de preservación, desde aquellas que se utilizan para el sacrificio de ejemplares hasta los fijadores más utilizados. La tercera, es una pequeña sección en que se detalla como transportar de la mejor manera los insectos colectados en el campo. La cuarta sección, se refiere a los métodos de montaje y conservación de insectos. En ella se documentan tres formas de conservación de insectos: en seco, líquido y preparaciones permanentes. Se comenta sobre el etiquetado de las muestras y como almacenarlas en una colección entomológica. Por ultimo, la quinta sección es una pequeña referencia acerca de cómo criar y/o mantener insectos vivos. Esperamos que este manual sea de utilidad para las personas interesadas en la Entomología, haciendo que sus colectas sean de provecho científico.
Benigno Gómez i
LA COLECTA ENTOMOLÓGICA Métodos Directos Los insectos pueden encontrarse en las más variadas situaciones, por lo que el colector debe investigar siempre todos los ambientes posibles, tanto terrestres como acuáticos. En la colecta entomológica, se va caminando y recogiendo los insectos que se ven, estos se pueden tomar con las manos, pinzas, así como directamente con una cámara letal o con un frasco con alcohol. Otra forma de capturar insectos es utilizando alguno de los instrumentos que a continuación se describen:
Red Entomológica Consiste en un aro de metal (acero inoxidable, alambre cubierto con plástico o alambre de aluminio resistente) de forma circular que sostiene una red de tela de nylon (tul) o marquiset (malla) o manta. El aro metálico con la red se sujetan a un mango de madera o aluminio. La unión puede hacerse de varias maneras, pero una forma sencilla es doblar las puntas del alambre en ángulo recto, luego voltearlas hacia adentro, para posteriormente encajarlas en surcos hechos en la extremidad del mango y amarrar fuertemente con alambre o sujetarla con abrazadera (Fig. 1).
Otra forma de sujetar el aro al mango, consiste en colocar un cilindro de metal o trozo de manguera sostenido a la punta del mango, con un espacio mínimo suficiente para que se pueda meter o sacar el aro. Este segundo proceso es más aconsejable, ya que al hacer desmontable las partes, se facilita el transporte, el lavado y el cambio de la red. Fig. 1. Red entomológica: A) Aro metálico; B) Red; C) Punta de alambres en ángulo; D) Surcos en la extremidad del mango; E) Unión aro-mango
1
La red de nylon debe tener el fondo redondeado y no terminar en punta, ya que puede dañar a los insectos, especialmente a los de alas grandes y frágiles. Se aconseja la tela de nylon, el "tul", manta o cualquier tela blanca translúcida. La red debe estar sujeta al aro por un refuerzo de tela resistente para evitar el desgaste causado por el roce continuo. Las costuras deben reforzarse de modo que queden bastante fuertes. La profundidad de la red de tela debe ser de 1.5 a 2 veces el diámetro del aro; una medida aconsejable puede ser entre 30-50 cm. El mango debe medir aproximadamente 1 m de largo, debe ser ligero y resistente; un buen material puede ser un tubo de aluminio, pero también es recomendar el bambú.
Red para mariposas Se construye de la misma forma que la anterior, pero con el aro semirectángular y las esquinas bien redondeadas. La red de tela siempre debe ser de nylon, de preferencia verde o azul (verde para zonas con mucha vegetación, azul para zonas abiertas). El mango debe ser bastante largo, compuesto por varias secciones ajustables por presión o por roscas, el de una caña de pescar es perfecto. Esta red también sirve para la captura de libélulas, que en general no permiten que el colector se acerque mucho.
Red de golpeo Se confecciona de la misma forma que las anteriores pero más reforzada y con tela mas gruesa y resistente (e.g. manta gruesa). Con esta red se golpea fuertemente la vegetación en sentido horizontal, recogiendo de este modo cierta cantidad de hojas junto con las cuales vendrán insectos. El contenido de la red se vacía en un frasco grande de boca ancha o en una bolsa de plástico al que se coloca un trozo de tela o papel toalla impregnado de acetato de etilo o éter. El colector puede también retirar a los insectos de la red después de cada acción con ayuda de un aspirador (ver más adelante) o introduciéndolos directamente a una cámara letal. 2
Manta de golpeo o paraguas entomológico Es una herramienta semejante a la anterior, pero en este caso, se utiliza un trozo cuadrado de tela blanca, de aproximadamente 70 cm por lado. La tela se sostiene de dos piezas de madera perpendiculares, que se encajan en las esquinas de la manta (Fig. 2). Si se coloca esta manta o paraguas bajo un arbusto y se golpean las ramas fuertemente con una vara adicional, los insectos caerán sobre la tela de la cual podrán ser recogidos manualmente, con
70 – 100 cm
pinzas o con el aspirador Fig. 2. Manta de golpeo o paraguas entomológico
Existe un tipo de manta de golpeo que es un “híbrido” entre una red y una manta de golpeo. Se conoce como manta de golpeo tipo “O´Brien” o “Moisés” y es un tipo de red de poca profundidad, en material blanco o azul claro, que va sujeto a un pequeño mango de madera (Fig. 3). Como ya se explico, este tipo de herramientas se deben colocar bajo el arbusto o estructura de interés y con una
42 cm
varilla de metal o madera se golpea fuertemente dicha estructura. Los insectos caerán sobre la tela y ahí podrán
ser
55 cm
recogidos. Esta manta no es apropiada para la colecta de insectos con alta
Fig. 3. Manta de golpeo tipo “O´Brien” o “Moisés”
capacidad de vuelo. De las dos mantas descritas, la manta cuadrada cubre mayor área de colecta, sin embargo, la manta tipo “O´Brien” o “Moisés”, es una de las mejores técnicas para insectos, principalmente coleópteros que se sujetan fuertemente al sustrato donde se encuentran. Cualquiera de las mantas de golpeo son muy útiles en lugares con vegetación espinosa.
3
Red acuática De los muchos modelos de redes acuáticas que existen, la que se ejemplifica en la fig. 4, es de las más sencillas en su confeccionamiento y de las más productivas en la colecta. La red acuática se construye con un método similar al de la red entomológica, pero en éste caso, la profundidad de la bolsa
40 cm
es menor (30-40 cm). La bolsa es de manta gruesa, pero el fondo de la misma Manta gruesa
es de malla mosquitera. Con este sistema el agua pasa sin contratiempo por la malla,
pero
los
insectos
quedan
Malla mosquitera Fig. 4. Red acuática
atrapados.
Otra característica de esta red, es que el “aro” de donde se sostiene la red es de forma triangular para con ello tener más área de arrastre en el fondo de los cuerpos de agua.
Aspirador Es
un
aparato
para
recolectar Tubos de cobre o vidrio
rápidamente un gran numero de insectos
Manguera de hule
pequeños (Fig. 5). Este consiste de dos mangueras y de un frasco colector. Uno de los dos tubos tiene la extremidad inferior tapada con un trozo de tela
Tapón de hule o caucho
Tapón de malla fina
delgada o malla y la otra se continúa por un tubo largo de hule por el cual el
Manguera de plástico
colector aspira los insectos que están frente al frasco. Este utensilio es de gran apoyo cuando se colecta con el paraguas
Tubo de vidrio o plástico
entomológico o la red de golpeo. Fig. 5. Aspirador entomológico
4
Métodos Indirectos Los métodos de colecta indirectos se refieren principalmente a aquellos en que se utiliza algún tipo de trampa para la captura de ejemplares. Las trampas retienen o impiden la fuga de insectos que entran en contacto con ellas, concentrando en poco tiempo gran cantidad de ejemplares. Por lo anterior, son indispensables cuando nos proponemos muestrear algún tipo de hábitat o requerimos de algunos organismos en particular. Las trampas son buenas herramientas siempre y cuando se tengan los cuidados necesarios en su colocación, tratando de evitar que algún percance pueda deteriorarlas y con ello perderse la colecta.
!!No se debe dejar todo el peso de la colecta en las trampas!!
Aún cuando se tenga el máximo de cuidados, siempre es recomendable hacer uso combinado de métodos tanto directos como indirectos. Existen una gran cantidad de trampas para la colecta de insectos. La utilización de ellas depende de la finalidad de nuestros estudios. Es recomendable conocer acerca de la biología de los insectos a colectar ya que esto nos proporcionará elementos útiles para decidir que tipo de trampa y cebo a utilizar. A continuación se describen, primeramente, los cebos más utilizados en la colecta de insectos y posteriormente se comentan algunos detalles de la construcción y funcionamiento de las trampas entomológicas utilizadas con mayor frecuencia.
5
Cebos Muchos insectos son atraídos por el aroma de sustancias frescas o en descomposición, a las que llamaremos cebos. Los cebos son el atrayente que utilizaremos en muchos casos para que los insectos recurran a las trampas. Los cebos podemos dividirlos dependiendo de su origen en cebos animales y vegetales, aunque actualmente es posible adquirir algunos cebos o atrayentes sintéticos (químicos).
Cebos animales Los animales vivos atraen a muchos insectos chupadores de sangre o lamedores de sudor. El ganado (vacuno y equino), así como otros animales domésticos pueden ser amarrados en el campo o en el interior de una caja de Shannon (ver trampas) para atraer a simúlidos, mosquitos y otros insectos hematófagos. El sudor del propio colector atrae a pequeñas moscas, abejas y avispas. La orina y las heces tanto de animales como humanas también funcionan como un excelente atrayente de muchos grupos de insectos. Otros cebos de origen animal que otorgan estupendos resultados son los cadáveres (Fig. 6) y pedazos de vísceras o carne en proceso de descomposición. Dentro de este tipo de cebos, uno que otorga muy buenos resultados, si lo que pretendemos es colectar insectos necrófagos, es la carne de calamar o de pulpo, la cual al descomponerse (muy rápido) despide un fuerte olor que atrae a una buena cantidad de insectos necrófagos.
Fig. 6. Cebo animal
6
Cebos vegetales Dentro de los cebos de origen vegetal tenemos a las frutas "pasadas" o “podridas”. Todas las frutas jugosas son recomendables, sin embargo se obtienen excelentes resultados al utilizar plátanos, mangos, guayabas y piñas . Las mezclas de frutas con levadura de cerveza, así como, la combinación de plátano fermentado con cerveza obscura, proporcionan también buenos resultados en la colecta. Diversos aceites esenciales pueden ser utilizados como cebos. Los exudados vegetales, especialmente los que se encuentran en tallos y troncos de árboles o palmeras, atraen interesantes insectos principalmente dípteros y coleópteros.
La luz y los colores Un tercer grupo de cebos fuera de los dos conjuntos mencionados anteriormente, son aquellos provenientes de la intensidad de la luz. De esta forma podemos considerar a la luz y los colores como cebos, ya que en su conjunto logran atraer una gran cantidad de insectos nocturnos, así como algunos diurnos (ver trampas de luz). Las mejores capturas nocturnas con luz se hacen generalmente en noches de novilunio (luna nueva = noches sin luna), principalmente después de la lluvia, cuando la atmósfera está saturada de humedad. Relacionado con la luz están los colores, que en ocasiones también pueden funcionar como atrayentes de varios grupos de homópteros, dípteros e himenópteros. Los colores amarillo y blanco han sido los más utilizados.
7
Trampas Generalmente las trampas se utilizan con cebos atractivos al tipo de insectos que este dirigida nuestra colecta. Existe una gran variedad de trampas, algunas de ellas muy especificas para ciertos grupos de insectos. A continuación se describen algunas de las trampas que se utilizan con mayor frecuencia en la colecta de insectos.
Trampa “Malaise” Se construye con tela mosquitera de poliéster, en forma de una casa con techo de "dos aguas", sin paredes laterales y con una pared central interna longitudinal, cuyas dimensiones pueden variar entre 2 y 4 m de altura máxima, 1 a 4 m de longitud y de 2-3 m de ancho (Fig. 7). Todas las piezas del techo deben confluir hacia una abertura, ubicada en la parte más alta de la estructura, a la cual se asegura un recipiente colector formado por un frasco y un embudo truncado interno invertido, provisto con un preparado de cianuro de potasio o “vapona”, en su defecto, puede utilizarse alcohol al 80%. El funcionamiento de la trampa “Malaise”, se basa en la geotaxia negativa de muchos insectos que llegan volando y se posan en las paredes interiores de la trampa, los cuales normalmente caminan hacia arriba en superficies verticales o inclinadas, hasta que por la forma del techo son conducidos hacia el vértice, en donde pasan al bote colector o cámara letal. El color de la tela, originalmente blanco, puede cambiarse de acuerdo con la respuesta al color que presenten las especies que nos interese capturar, pudiendo ser verdes, negras, amarillentas, etc. Este tipo de trampa se recomienda para hacer un muestreo en terrenos abiertos, cercanos a cursos de agua, en huertas , así como en claros y/o bordes de bosques o selva.
8
Bote colector
A
B
Frasco colector
Embudo Malla mosquitera Tubo plástico o PVC
C
D
2-4 m
1-4 m
2-3 m
E
Fig. 7. Trampa Malaise: A) Aspecto general; B) Detalle del frasco colector; C) Vista lateral; D) Vista frontal E) Funcionando en campo.
9
Trampa de barrera o ventana Consiste en una lámina de plástico translúcido o acrílico de longitud variable (1-3 m), sostenida por postes o cables. También se puede utilizar malla de nylon para crear la barrera, en este caso, la longitud puede ser mayor. Una vez instalada la ventana (si es acrílico) o barrera, se coloca en la parte inferior de la misma algunos recipientes con agua y detergente en los cuales quedarán atrapados los insectos que se dejan caer al chocar contra la barrera en el curso de su vuelo o salto (Fig. 8). El detergente es necesario para evitar la tensión superficial y con ello el escape de ejemplares. Se recomienda instalar esta trampa Lámina de plástico o acrílico
en zonas reforestadas o con vegetación alta, en los corredores naturales o en los caminos del bosque. De manera general, se puede colocar en lugares donde sean
Postes
escasas las corrientes fuertes de viento.
A La revisión de la trampa no debe sobrepasar las 24 hrs debido a que una buena
cantidad
de
insectos
Recipientes con agua y detergente
B
se
“descomponen” al estar mucho tiempo en el agua. Fig. 8. Trampa de barrera o ventana: A) Vista frontal; B) Vista lateral.
Caja de Shannon Este tipo de trampa consiste en una caja grande de tela de nylon suspendida por las cuatro esquinas, quedando la parte inferior (entrada) a medio metro del suelo. Esta trampa debe estar suspendida por cuerdas cosidas en sus esquinas y amarradas a árboles o cualquier otro soporte. Los insectos entran espontáneamente o atraídos por cebos colocados en su interior. Los insectos son colectados directamente con el aspirador o la cámara letal. 10
Trampa "Pit-fall" Consiste en un bote de plástico o metal, con perforaciones finas en el fondo para evitar la acumulación de agua de lluvia, desprovisto de cualquier atrayente, el cual se entierra hasta que su borde superior quede a nivel del piso (Fig. 9a), en forma tal que los insectos que se desplazan por el epiedafón tengan una posibilidad al azar de caer en la trampa durante sus recorridos.
Una alternativa es colocar un cebo colgado de
una malla y adicionar al bote una cantidad de etilenglicol (anticongelante para autos) o en su defecto alcohol al 80%. Si las condiciones ambientales lo requieren, se puede poner un plato de plástico sostenido por tres alambres firmes al suelo, evitando con ello la entrada de lluvia (Fig. 9b).
Plato de plástico
A
B Alambres de sostén
Malla
Bote Etilenglicol Cebo Perforaciones Fig. 9. Trampa “pit fall”: A) Trampa sencilla; B) Trampa cebada con protección de lluvia
Trampas de agua Consiste en una charola con agua mezclada con un poco de detergente líquido (para favorecer el hundimiento de los ejemplares) situada en el piso y a la sombra, en la cual son atrapados insectos voladores, saltadores o epiedafícolas, que deben ser retirados antes de que se evapore el agua, por lo regular el colector debe recoger la muestra de insectos capturados cada 24 horas. Se recomienda utilizar charolas o recipientes amarillos. 11
Trampas de emergencia. Las trampas de emergencia son aquellas que nos permiten colectar insectos que se desarrollan en lugares como el interior de los troncos, ramas, frutos, o el suelo. Con malla de alambre fino puede construirse un cono truncado, cuyo extremo más amplio se entierra de 10 a 15 cm en el suelo, cubriendo una superficie determinada por nuestra unidad de muestreo. (Fig. 10a). Los insectos que emerjan quedarán temporalmente retenidos en el cono, aunque podemos adicionar un frasco colector en el ápice de la trampa, similar al de la trampa "Malaise". En
los
troncos
de
árboles
infestados
por
insectos
barrenadores
o
descortezadores ha dado buen resultado el uso de un cono de malla de alambre fino o de plástico translúcido, cuya base cubre aproximadamente 100 cm2de la corteza en donde está sujeto, con un pequeño frasco colector en el vértice (Fig. 10b). También se ha empleado "mangas de polietileno", de dos o más metros de longitud, ajustadas al tronco del árbol, lo cual obliga a los insectos emergentes a descender hasta una charola colectora o un frasco con alcohol al 80% ubicado en la parte inferior del dispositivo. Encerrando muestras de frutos, semillas, raíces, ramas o tubérculos en cajas translúcidas (acrílico o vidrio), ventiladas y almacenadas en condiciones apropiadas de humedad, temperatura y fotoperíodo es posible obtener a los insectos adultos que se encuentren en un sustrato específico (Fig. 10c). Así mismo este método es muy útil en la obtención de los parasitoides o depredadores naturales de algunos insectos. Otra opción, es utilizar maceteros con plantas hospedantes del insecto a ser estudiado, así como algún material en donde encontremos evidencias de que existe algún insecto. El macetero es cubierto por un cilindro de plástico que en su parte superior lleva una tapa de malla mosquitera para evitar la fuga de los insectos (Fig. 10d).
12
Colecta Colecta de de Insectos Insectos
A
B
Frasco colector Embudo de plástico o lámina
Cono de malla o plástico
Frasco colector
Caja de acrílico
C
D
Malla mosquitera
Cilindro de plástico Frasco colector
Macetero
Fig. 10. Trampas de emergencia: A)En suelo; B) En árboles; C) Caja; D) Macetero
13
Trampa de luz Existen una gran diversidad de trampas de luz, sin embargo las podemos clasificar de manera general en dos tipos: 1) la de tipo pantalla y 2) las de embudo. La trampa de luz tipo pantalla (Fig. 11a) permite seleccionar a los insectos de interés entre todos los que se posan en la trampa. Para este tipo usualmente se monta verticalmente un lienzo blanco, generalmente manta, de aproximadamente 3 X 2 m colgado con cuerdas y con el margen inferior formando una bolsa o en su defecto, colocando otro trozo de lienzo en el suelo. La lámpara queda en la parte media superior, frente al margen superior (no encima de ella) y separada de ésta unos 20 cm. Las mejores colectas se realizan utilizando una lámpara eléctrica de vapor de mercurio (Philips, de 150 w) o lámparas de luz negra del tipo "slim ligth". El otro tipo de trampa de luz se conoce como de tipo embudo (Fig. 11b). Este consiste de una estructura metálica que sujeta a la fuente de luz y algunos paneles de acrílico que a la vez están comunicados en su parte inferior con un embudo por el cual caen los insectos a un frasco colector que se encuentra en la base del embudo. Existe también la posibilidad de utilizar como base de la trampa de luz, una cubeta grande dentro de la cual se incorpora un embudo y sobre este los paneles y la fuente de luz (Fig. 11c). Por encima de todo se coloca una cubierta para proteger la trampa de la lluvia. Un modelo alterno es la trampa tipo “New Jersey”, la cual lleva adaptado un ventilador que arrastra a los insectos al embudo y a su vez al frasco colector por medio del flujo de aire que genera (Fig. 11d). Este tipo de trampa no opera selectivamente, ya que la gran mayoría de organismos atraídos son muertos en el frasco colector, situado en el fondo del aparato.
14
Tubos de PVC o galvanizados
A
Conectores
B
Cubierta de acrílico
Soportes
Lámpara Cable
Panel de acrílico Lienzo de manta
Cable Embudo Varillas (tripie)
Frasco colector
Batería o fuente de poder
Panel de acrílico
C
D Cubierta Lámpara Corriente de aire
Cable
Motor Ventilador
Embudo
Cubeta
Cilindro de metal o plástico Frasco colector
Fig. 11. Trampas de luz: A) Tipo pantalla; B) Tipo Embudo; C) Tipo embudo con cubeta de soporte; D) Tipo embudo modelo “New Jersey”
15
Trampa cilíndrica tipo "Charaxes". Es una trampa muy utilizada para la captura de lepidópteros. Consiste en un cilindro confeccionado con malla de nylon, el cual tiene un diámetro de 50 cm y una altura de 80 a 100 cm. En los extremos se colocan dos discos, uno de plástico (superior) y otro de madera triplay (inferior). Los bordes de la base de este cilindro deben quedar unidos con el disco inferior por medio de 4 a 6 cordones o alambres, en tal forma que dejen una abertura periférica de 10 cm. El disco superior debe quedar bien sujeto del cilindro evitando cualquier fuga. En el interior de la base se sujeta un plato sopero de plástico que almacenará
Bote de plástico
entre 700 y 1000 g de un preparado de plátano macho fermentado con azúcar y cerveza obscura. En la práctica, los
Cilindro de malla
insectos pueden entrar por la abertura inferior al ser atraídos por la mezcla alcohólica azucarada, pero es difícil que salgan y la mayor parte de ellos se
Plato sopero
concentra en el interior del cilindro (Fig. Alambres
12). Fig. 12. Trampa para lepidopteros tipo Charaxes
Necrotrampas Son trampas utilizadas para la captura de insectos con hábitos necrófagos. Existen varios modelos de necrotrampas, todas ellas deben ser cebadas con carne en descomposición. Como ya se comento en el apartado de “cebos”, los mejores resultados se obtienen utilizando carne de calamar, pulpo o pescado. A continuación se detalla la construcción del modelo NTP-80 (Necrotrampa permanente,Morón y Terrón, 1980).
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Esta compuesta por un bote de plástico de 1500 ml de capacidad (15.5 cm de altura por 13 cm de diámetro) con funciones de recipiente colector, provisto con 700 ml de una mezcla de 95 partes de etanol al 70% y 5 partes de ácido acético glacial, en donde se preservan los ejemplares atraídos; un embudo de plástico recortado, con 13 cm de diámetro superior y 4 cm de diámetro inferior que tapa parcialmente el bote antes mencionado disminuyendo la evaporación del alcohol, y que conduce a los ejemplares al líquido conservador; un plato sopero de plástico con 21 cm de diámetro, invertido y atornillado sobre tres soportes metálicos sujetos con tornillos a las paredes del bote (Fig. 13) que funciona como tapa general, evitando la entrada del agua de lluvia y la hojarasca, dejando un espacio de 3 cm entre su borde y el borde del bote, este plato además sostiene, mediante dos tornillos, la tapa de un recipiente de plástico de 6 cm de diámetro, a la cual se enrosca el frasco respectivo de 7 cm de altura, perforado cerca de su borde superior, y que contiene el cebo de carne de pescado marino, pulpo o calamar.
La trampa NTP-80 se entierra hasta el borde del bote colector, ocultándola con Plato sopero
algunas piedras grandes o con trozos de madera.
El
tamaño,
ensamblado
Contenedor del cebo
y
colocación de la NTP-80 impide o dificulta que sea saqueada por mamíferos y aves, como llega a ocurrir con frecuencia en las necrotrampas
convencionales.
Otra
diferencia es que la NTP-80 puede permanecer instalada colectando durante largos períodos, que comprenden desde
Etanol 70% Y ác. Acético glacial
Embudo
Bote de plástico
15 días hasta tres o cuatro meses, dependiendo de los objetivos del estudio.
Soportes metálico Fig. 13. Necrotrampa tipo NTP-80 (Morón y Terrón, 1980)
17
Colecta en Ambientes Particulares Existen algunos ambientes particulares que vale la pena explorar cuando se realiza una colecta entomológica. Estas colectas se realizan con el objeto de capturar determinados tipos de insectos que viven en ambientes restringidos o “especiales”. Para este tipo de colectas es muy utilizado el embudo de Berlese (Fig. 14) y las trampas de emergencia tipo caja (Fig. 10c). El tipo de ambiente a explorar siempre dependerá del tipo de organismos que se pretendan colectar.
Embudo de Berlese Este aparato consiste de un embudo, una Foco
malla, un frasco colector, una fuente de calor y
Cubierta
una cubierta (Fig. 14). El embudo es construido de
cartón
resistente,
plástico,
o
lámina
galvanizada. En la parte superior del embudo se coloca una malla de tela de alambre y en su
Hojarasca
porción terminal inferior un frasco con alcohol al 80%. Por encima de la malla, se colocan
Malla
porciones de hojarasca o del material a revisar, las cuales son calentadas por una fuente de
Embudo
calor (el sol o un foco). Por último se puede Frasco colector
colocar una cubierta superior para con ello agilizar el proceso de secado. Fig. 14. Embudo de Berlese
A medida que la hojarasca se va calentando, los insectos tienden a penetrar más y más profundo, atravesando la malla y cayendo por el embudo hasta el frasco con alcohol. 18
Colecta en hojarasca La capa de hojas y detritos vegetales (Fig. 15a) en diferentes grados de descomposición, que cubren el suelo, alojan una gran cantidad de insectos, frecuentemente ápteros que allí buscan abrigo, alimento, humedad y protección contra la luz. Para capturarlos es necesario colectar hojarasca y tamizarla, después colocarla en un embudo de Berlesse (Fig. 14). Para
fines
comparativos
se
recomienda
siempre realizar la toma de unidades muestrales similares (e.g. 1 m2)
Cámaras de tallos vegetales huecos El interior de las cámaras del bambú y otras plantas (Fig. 15b), es un buen sitio para explorar en busca de muchas larvas de dípteros, lepidópteros, adultos de ortópteros, entre otros. Estas cámaras deben ser revisadas directamente o colocar una trampa de emergencia (Fig. 10b).
Ramas podridas Las ramitas podridas de 1 cm de diámetro en adelante deben quebrarse y examinarse con mucha atención (Fig. 15c). En este sustrato se pueden alojar pequeñas hormigas, que inicialmente se fingen muertas y después comienzan a moverse muy lentamente. Otros insectos que podemos encontrar son termitas, socópteros, larvas de coleópteros, etc. Las ramitas se deben colocar dentro de una caja de emergencia (Fig. 10c).
Cuevas Las cavernas, cuevas y pequeñas grutas alojan una fauna de insectos muy especial (Fig. 15d). En ese ambiente se pueden encontrar cucarachas, grillos, coleópteros y diversos dípteros. En el caso de que la cueva este habitada por murciélagos, se deberá buscar la fauna que reside en la capa de heces del suelo (guano). Dependiendo de la consistencia del sustrato, el guano podrá ser colocado en el embudo de Berlese. 19
Nidos de aves y madrigueras de mamíferos En estos ambientes particulares es posible encontrar hormigas, coleópteros, chinches, pulgas, etc., que se alimentan de las heces de los ocupantes (aves o mamíferos), los detritos o parásitos. Los nidos (Fig. 15e) deben colocarse en el interior de una bolsas de tela de plástico; en el laboratorio se pone dentro una bola de algodón con éter y se guarda en una caja de emergencia (Fig. 10c). Después de un lapso de tiempo se procede a recoger los insectos. Este procedimiento se facilita si el nido es colocado sobre una hoja de papel blanco. Así mismo, los nidos se pueden colocar en un embudo de Berlese (Fig. 14).
A
C
B
D
E
Fig. 15. Colecta en ambientes particulares: A) Hojarasca; B) Tallos de bambú; C) Ramas; D) Cuevas; E) Nidos
20
Técnicas de Preservación Una vez colectados,
los insectos deben sacrificarse para ser transportados o
preparados. La muerte de un insecto en un medio inadecuado, puede ocasionar un deterioro en sus características estructurales y de coloración, por lo que las técnicas de preservación (sacrificio y fijación) tienen el objeto de evitar tales daños. El buen estado de las características del insecto es muy importante en el proceso taxonómico que posteriormente se desarrollará para identificar o determinar al insecto capturado. A continuación se describe primeramente, un utensilio ampliamente usado para el sacrificio de ejemplares, la cámara letal. Posteriormente se detallan algunos de los medios de preservación más utilizados. Por último, se comenta sobre técnica especiales para odonatos y lepidópteros:
Cámara letal Es un utensilio ampliamente usado para el sacrificio de los insectos colectados. Este se se construye utilizando un frasco o tubo de vidrio (preferiblemente "pyrex") en el fondo del cual se coloca una capa de aserrín, algodón o corcho en trocitos, sobre la cual se dispone un disco pequeño de corcho donde se practican algunas muescas laterales que permitirá la salida de gases tóxico (Fig. 16a). Por encima del disco de corcho se coloca un círculo de papel filtro o papel higiénico que sirve para absorber las deyecciones de los insectos o el exceso del líquido letal utilizado. Para la utilización de la cámara, se agrega a la capa del fondo, una pequeña cantidad de acetato de etilo, éter o cloroformo (nunca en exceso) y
se cierra
herméticamente. El líquido al evaporase continuamente, forma en el interior de la cámara una atmósfera saturada que mata a los insectos.
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Una alternativa de la cámara letal antes descrita es la que utiliza cianuro de potasio (KCN) como agente letal. En éste caso, deben tomarse toda clase de cuidados en su manipulación debido a que el KCN es altamente venenoso. Se debe trabajar con él en lugares aireados, pero sin corriente de aire, evitando tocarlo con las manos o aspirar cualquier cantidad por mínima que sea. El frasco de cianuro debe permanecer cerrado herméticamente, con una etiqueta advirtiendo que se trata de veneno y dejándolo siempre en un lugar inaccesible a otras personas, principalmente niños. La cámara de cianuro debe construirse de la siguiente manera: en el fondo de un frasco o tubo se coloca una pequeña cantidad de KCN, enseguida se agrega una mezcla de agua y yeso dental (fraguado rápido) apunto de fraguar. Se golpea ligeramente el frasco sobre un soporte suave para mezclar y asentar el yeso, se cierra y se deja secar.
A
Después de secarse completamente, se limpian las paredes del exceso de yeso y se
Papel absorbente
protegen externamente el fondo y el cuello de la
Muesca
cámara con cinta adhesiva tipo “masking tape” Corcho
(Fig. 16b). Esta cinta, además de protegerlo contra
pequeños
choques,
evita
que
B
se
disperse el cianuro como consecuencia de las Aserrín
cuarteaduras y facilita encontrar el tubo si se
Masking tape
perdiera en el campo. Cuando la sustancia deja de funcionar, debe enterrarse la cámara
Mezcla de Yeso con KCN
profundamente o incinerarlo. Fig. 16. Cámara letal: A) Sencilla, B) Con cianuro de potasio
En caso de emergencia y de forma más cómoda, se puede improvisar una cámara letal utilizando para ello únicamente un frasco de cierre hermético con tapa de rosca. En dicho frasco se introduce trozos de papel higiénico, servilletas o un pedazo de tela a la cual se le agrega una pequeña cantidad de acetato de etilo, suficiente para matar a los insectos que se colecten.
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Técnicas de preservación Existen algunas sustancias, como el acetato de etilo, éter, cloroformo y cianuro de potasio, que permiten por medio de los gases tóxico que emiten, sacrificar adecuadamente a insecto de talla mediana a grande y de cuerpo no tan suave. Sin embargo, cuando se trata de insectos de cuerpo blando, el medio más utilizado es el alcohol al 70-95%, el cual se prepara con alcohol etílico o isopropílico diluido en agua destilada. En la utilización de alcohol existe la desventaja que frecuentemente quema las partes suaves de muchos insectos, sobre todo si estamos trabajando con estados inmaduros, por lo cual es conveniente dejarlos de 48 a 72 hrs en líquido de Pampel (que actuará como fijador) para posteriormente pasarlos a alcohol al 70-95%. El líquido de Pampel se prepara al mezclar 27 partes de Alcohol al 96%, 11 partes de formol al 5%, siete partes de ácido acético glacial y 55 partes de agua destilada. Cuando se desea colectar insectos para estudios de anatomía interna, el mejor fijador es el Bouin alcohólico. La fijación dura de 6 a 24 horas y posteriormente el animal fijado se pasa a alcohol al 75%, donde puede mantenerse por un tiempo prolongado. En el caso de insectos adultos de cubierta dura, conviene practicar algunos pequeños orificios para que el líquido penetre bien. El Bouin alcohólico se prepara diluyendo 1 g de ácido pícrico en 150 ml de alcohol al 80%. Al momento de requerirse para sacrificar algún insectos, se debe mezclar con 60 ml de formol y 15 ml de ácido acético glacial. Otro fijador líquido utilizado en insectos colectados para fines de estudios de anatomía interna es el líquido de Dietrich, el cual se obtiene al mezclar agua destilada (55 ml), alcohol al 95% (35 ml), formol (10 ml) y ác. acético glacial (4 ml). La fijación de un insecto mediante el líquido de Dietrich dura de 24 a 48 horas y después se pasa por alcoholes de 50 y 70%, media hora en cada uno. Por último, se coloca al insecto en alcohol al 85% para su conservación
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Cuando se trabaja con estados inmaduros, es recomendable sacrificar y fijar los ejemplares en solución KAAD. Los ejemplares pequeños deben permanecer en el fijador durante un máximo de 30 minutos y los de mayor tamaño pueden mantenerse hasta un máximo de 4 horas. Posterior a la fijación, se deben cambiar a alcohol al 70%. Para la preparación de la solución KAAD se mezclan queroseno (10 ml), alcohol etílico al 96% (70 ml), ácido acético glacial (10 ml) y dioxano (10 ml). Otra medio muy utilizado para fijar estados inmaduros es la solución XA, el cual se forma mezclando en partes iguales xileno y alcohol etílico al 96%. Posterior a la fijación (24 horas), las larvas o pupas se deben cambiar a alcohol al 70%. El líquido de Khale, es utilizado para sacrificar y fijar los tejidos de larvas. Para evitar que se endurezcan demasiado, deben retirarse pasados 2-8 días y cambiarse a alcohol al 70%. El liquido de Khale se prepara mezclando alcohol etílico al 96% (28 ml), ácido acético glacial (4 ml), formol (11 ml) y agua destilada (57 ml). Por último, dentro del grupo de medios líquidos, haremos referencia al agua caliente (casi a punto de ebullición), que puede ser utilizado para matar y fijar larvas de diversos grupos de insectos. Posteriormente se deberán colocar, como en los otros casos, en alcohol al 70%.
Técnica para preservación de odonatos Las libélulas tienen una coloración de origen químico a base de pigmentos orgánicos que pueden ser dañados si no se utiliza una adecuada fijación de los mismos. La técnica de preservación para estos insectos consiste en, una vez capturado, se inyecta acetona en el tórax del insecto, procurando que la aguja penetre longitudinalmente hasta la base del abdomen. Se coloca al ejemplar en una bolsa de papel glasine con varias perforaciones y se sumerge totalmente en acetona durante 12-24 horas. Después se retira, seca y se cambia a otra bolsita para su almacenaje.
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Técnica para preservación de lepidópteros Una vez colectadas las mariposas y palomillas se inyecta la región ventral del insecto, en la unión entre el tórax y el abdomen, una cantidad suficiente de un líquido fijador que a continuación se describe: Mezclar ácido acético glacial (1 ml), formol (2 ml), glicerina (10 ml), alcohol etílico al 96 % (12 ml), nipasol sódico (5 ml) y destilada (75 cc).
agua
Este líquido, además de matar, mantiene la elasticidad del insecto
y preserva las estructuras internas. La técnica es también aconsejable para cualquier hexápodo voluminoso, especialmente para aquellos de abdomen bien desarrollado como los megalópteros (e.g. Corydalus sp). Para inyectar esta solución se recomienda utilizar una jeringa de 5 a 10 ml con aguja corta y fina, de las utilizadas para insulina. Se debe inyectar sólo la dosis que mate al animal, percibiéndose esto por la pérdida de movimiento. El exceso de líquido puede escurrir hacia las alas que se perjudican con la glicerina. Los lepidópteros sacrificados de esta manera deben tener las alas extendidas inmediatamente después de la muerte pues, si las alas se endurecen cerradas, será muy difícil volver a abrirlas. A falta de este fijador o en el caso de que los lepidópteros se tengan que montar días después de su colecta, se puede inyectar alcohol al 96 %, amoniaco o gasolina blanca.
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Transporte de los Insectos Colectados Una vez colectados y sacrificados los insectos, se deben de colocar en un recipiente para su transporte al laboratorio. Para ello se utiliza un recipiente rectangular del tipo “Tupper ware”, o bien puede usarse cajas de Petri para cuando colectamos insectos pequeños. En estos recipientes se coloca en el fondo una capa de naftalina en polvo, clorocresol o paraformol y después una capa de papel
absorbente (servitoallas),
tratando de que la capa de papel sea un poco más grande que el fondo del recipiente, esto con el fin de que los insectos no se caigan al fondo. Posteriormente se colocan los insectos colectados, no olvidando adicionar una etiqueta con los datos de colecta. Sobre lo anterior se coloca otra capa de papel absorbente y se sigue el mismo procedimiento (Fig. 17). Una alternativa al uso de papel absorbente en la formación de las capas, es la utilización de tela “pellón” de grosor apropiado. Por último se aconseja el uso medido de cristales de fenol diluidos en agua y aplicado con gotero a cada capa con insectos, pues esto evita la aparición de hongos. Así mismo, la adición de gotas acetato de etilo es recomendable.
Recipiente
Algodón
Insectos colectados Capa de papel absorbente o pellón
Capa de Naftalina
Fig. 17. Medio de transporte para insectos colectados
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Montaje y Conservación La conservación de los insectos en colecciones entomológicas se refiere a las técnicas empleadas para su adecuado almacenaje. De manera general podemos indicar que existen tres métodos fundamentales de conservar a los ejemplares en una colección de insectos: en seco, en líquido y en preparaciones permanente. A continuación se detallan algunas de las técnicas más utilizadas en el montaje y conservación de insectos con fines científicos.
Conservación en seco Cuando los insectos llegan al laboratorio se encuentran secos y posiblemente quebradizos, por lo que deben manipularse con mucho cuidado. En esta condición, se recomienda antes de comenzar un proceso de conservación en seco, transferir los insectos desde los recipientes donde fueron transportados a cajas de Petri y éstas a su vez colocarlas en una cámara húmeda para el relajamiento de los insectos. La cámara húmeda consiste en un recipiente grande de vidrio o plástico de boca ancha (un desecador de vidrio es idóneo), con una capacidad de unos 5 l. Al recipiente se le agrega una capa de arena húmeda en el fondo mezclándola con gotas de fenol para evitar la formación de moho. Por encima de la arena se colocan algunas capas de papel filtro. Al cerrarse herméticamente el recipiente, se forma una atmósfera saturada de humedad dentro del recipiente que posibilita la rehidratación de las articulaciones de los insectos. Lo anterior permite que los ejemplares se suavicen gradualmente, sin embargo, no deben permanecer más tiempo del necesario, pues se reblandecen demasiado o se pudren. Una vez que los ejemplares están flexibles, es posible iniciar un proceso de conservación en seco. Dentro de este tipo de conservación, la técnica más utilizada es el empalamiento o montaje con alfileres entomológicos, los cuales deben emplearse en insectos mayores de 5 mm de longitud y 2 mm de ancho.
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Una vez que los insectos se encuentran lo suficientemente flexibles, se procede al montaje de los mismos, atravesándolos con alfileres entomológicos. Los alfileres a utilizar, son fabricados en acero con recubrimiento de cromo, níquel o en su defecto, barnizados en negro; tienen diferentes diámetros y una numeración progresiva desde los más delgados (#000) hasta los más gruesos (#7) y su utilización depende directamente del tamaño y grosor del insecto a montar. Para sostener los ejemplares se puede utilizar pinzas finas, delicadas y flexibles; o a falta de éstas se usan los dedos. Deben obedecerse ciertas reglas relativas al punto por donde debe penetrar el alfiler, las cuales son conocidas internacionalmente (Fig. 18). Los sitios preestablecidos para cada grupo de insecto (PEA: punto de inserción del alfiler), fueron elegidos por tres razones principales: 1) Representan las partes más duras del insecto, 2) No se deterioran estructuras importantes, y 3) Se acercan al centro de gravedad del insecto.
A
B
C
D
PEA
PEA
PEA
PEA
E
F
G
H
Fig. 18. Sitios de colocación de alfiler A) Orthoptera; B) Diptera; C) Neuroptera; D) Lepidoptera; E) Homoptera; F) Hemiptera; G) Coleoptera; H) Hymenoptera. PEA: Punto de inserción del alfiler
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El alfiler debe mantenerse en posición perpendicular a los ejes longitudinal y transversal del insecto (Fig. 19). Una vez atravesado el insecto, se coloca el ejemplar en la parte superior del alfiler,
hacia el tercio superior. Lo anterior se consigue
utilizando el bloque de montaje (Fig. 20), que es una escalerilla de madera, con tres escalones de una altura aproximada de 7, 15 y 25 mm respectivamente.
En el centro de cada escalón se halla un agujero vertical por donde pasa el alfiler; de
A
8-10 mm
B
acuerdo al tamaño o volumen del ejemplar se utiliza uno de esos escalones del bloque. Este instrumento es útil también para atravesar etiquetas con los alfileres, con el fin de que queden todas a una misma altura. Otro sistema de uniformizar la altura de los insectos en los
8-10 mm
alfileres es por medio de un cuadrito de cartulina rígida de unos 5 cm, el cual lleva una marca visible a los 8-10 mm, que es la medida que deberá llevar del cuerpo del ejemplar al borde de la cabeza del alfiler. Los ejemplares de abdomen grande o
A
B Fig. 19. Montaje con alfiler entomológico: A) Correcto; B) Incorrecto
patas/antenas muy largas, deben apoyarse en un
soporte
de
cartulina,
hasta
secar
completamente. Otra opción es ir sosteniendo las partes por medio de puentes que se forman al cruzar en X dos alfileres. Las alas quedan separadas del cuerpo, pero en posición natural. Las patas y antenas permanecen simétricas y apartadas ligeramente del cuerpo. Fig. 20. Bloque de montaje
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Para el caso de las mariposas, se clava un alfiler en el centro del tórax y los dos pares de alas se colocan abiertas de modo que los bordes posteriores de las alas anteriores queden perpendiculares al eje del cuerpo. (Fig. 21). Para el montaje de lepidópteros se hace necesario el extendedor o restirador de mariposas. Este consta de un soporte de madera sostiene una placa que permita la fácil inserción de los alfileres (madera de balsa, plástico, silicón o corcho). Lateralmente el extendedor posee dos placas longitudinales (madera) que dejan entre sí un canal donde se coloca el insecto (Fig. 21). Una vez montados los insectos, secaran lentamente y sus líquidos internos se pegan al
Papel Alfileres
Madera de balsa
alfiler manteniendo fijo al ejemplar. Es por esta razón que una vez seco, no debe intentarse girar al insecto alrededor del alfiler, pues quedara "flojo" y podrá incluso deslizarse hacia abajo. De esta manera, lo que se conserva del insecto es apenas su exoesqueleto; los órganos
Placa de corcho
estarán secos o habrán desaparecido. Fig. 21. Montaje de lepidópteros mediante extendedor
Cuando el material colectado corresponde a insectos demasiado pequeños para ser pinchados con un alfiler directamente, se debe realizar un doble montaje o montaje con triángulo de papel (Bristol u opalina de 225 gr). Primeramente se atraviesa el triángulo por su parte ancha con el alfiler. Posteriormente se dobla la punta del triángulo ligeramente hacia abajo, formando un pequeño pliegue por donde se fija al insecto por medio de una gotita de pegamento, tal como “shellac gel” (pegamento soluble en alcohol), pegamento blanco “Resistol” (soluble en agua) o esmalte incoloro para uñas. El insecto quedará pegado al triángulo por la parte pleural o lateral (Fig. 22a). Una alternativa al montaje anterior, es el montaje con minucias, las cuales son diminutas agujas, las cuales son clavadas en barritas de materiales suaves y ésta a su vez atravesadas con el alfiler convencional (Fig.22b).
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A
B
Alfiler entomológico
Alfiler entomológico
MEXICO: Chiapas Mpio: Tuxtla Gtz. 2 Km N de Zoológico 22/V/01. B. Gómez
Canthon femoralis Chevrolat 1834 Det. B. Gómez, 2001
Minucia Triángulo de papel Barrita de corcho
Fig. 22. Montaje de pequeños insectos A) En Triángulos; B) Con minucias
Cuando los insectos tienen alas que ocupan un gran espacio dentro de las cajas entomológicas pueden conservarse en seco dentro de sobres de papel glasine (celofán en su defecto), con las alas plegadas. Lo anterior facilita el almacenaje de los ejemplares dentro de recipientes a modo de tarjeteros.
Conservación en líquido La técnica más empleada es la que emplea alcohol etílico al 70-95%. Si bien el alcohol se utiliza en técnicas de preservación (fijación), hay que recordar que el etanol es un conservador.
Conservación en preparaciones permanentes Este consiste en colocar el insecto en un portaobjetos plano o excavado, después de que éste ha sido deshidratado en alcoholes (5-10 min en alcoholes de 3595%). Posteriormente se coloca en Euparol, el cual es una solución que aclara al insecto y lo conserva. Una vez realizado lo anterior se coloca el cubreobjeto y se presiona delicada pero firmemente la preparación a fin de evitar excesos de Euparol, también puede calentarse para evitar burbujas. Los bordes de la preparación deben sellarse con barniz de uñas. Es conveniente guardar estas preparaciones en posición horizontal durante algunas semanas hasta que el sellador este completamente endurecido.
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Rotulación (Etiquetado) Después de haber realizado todos los procedimientos para el buen mantenimiento del ejemplar capturado en una colección entomológica, debemos etiquetar al insecto con sus datos de captura. La rotulación del espécimen, no es más que atravesar en el alfiler donde tenemos al insecto en cuestión, una etiqueta de papel (opalina o papel especial) con los siguientes datos (mínimos) de captura: País, estado, municipio, localidad, fecha y colector. La etiqueta para insectos puede tener un tamaño de 8 X 18 mm y estar impresa o manuscrita con tinta china (Fig. 23). Los rótulos, de preferencia no deben exceder el tamaño de los insectos montados. Además de la etiqueta de captura, el insecto podrá ir acompañado de otra con detalles sobre la ecología, forma de colecta, etc., por ejemplo: "en trampa de luz", "sobre Quercus rugosa", "en copula", etc.
Cuando se cuenta con la identificación
precisa del insecto, se anexa una etiqueta de determinación, con el nombre científico de la especie, autor y año. En el caso de ser posible el sexo del insecto. Además del nombre de quien determina y el año de determinación.
A MEXICO: Chiapas Mpio.: Tapachula 2 km W Col. Morelos 22/VI/02. R. Jones.
C *En maíz (Zea mays) *Trampa de luz.
B
Phyllophaga tenuipilis (Bates),1888. Det. B. Gómez. 1994.
Fig. 23. Tipos de etiquetas: A) Captura; B) Datos anexos; C) Determinación taxonómica
Almacenaje El almacenaje de los insectos, en el caso de los ejemplares montados en alfiler entomológico (conservación en seco), se realiza por medio de cajas entomológicas. La caja o gaveta entomológica usada preferentemente es de madera con tapa de cristal. 32
El fondo donde se clavan los alfileres puede estar constituido de varias clases de materiales: a) cartón corrugado y grueso; b) madera de balsa, más difícil de conseguir y que tiene la desventaja de que no pueden atravesarse fácilmente los alfileres delgados; c) corcho; d) hule espuma o unisel; e) plástico poroso (Plastiform). Los insectos montados están sujetos a varios enemigos y efectos del medio, contra los cuales el curador debe prevenirse. Los principales enemigos son los mohos y pequeños insectos de los órdenes Psocoptera, Thysanura y Coleoptera (Dermestidae). Un método muy usual y práctico para la prevención de artrópodos dañinos, es la utilización de naftalina en bolitas que se adquieren fácilmente en cualquier farmacia. Estas no deben permanecer sueltas en la caja, pues al rodar destrozan los insectos montados. Para sujetar la naftalina a un lugar específico, se calienta al rojo vivo la cabeza de un alfiler y se sumerge en la bolita de naftalina que, al enfriar, permanece firmemente adherida. Posteriormente, el alfiler se clava en una esquina de las cajas de colección. Los insectos engrasados debido principalmente a la disolución de tejidos adiposos, pueden limpiarse por inmersión en éter por uno o dos días; los insectos enmohecidos, siempre y cuando no estén muy dañados y sean resistentes, pueden limpiarse con un pincel fino mojado en éter o en una mezcla de xilol-éter.
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Cría y Manutención Durante la colecta el entomólogo tiene frecuentemente la oportunidad de recoger huevos, larvas o ninfas de insectos que pueden criarse para la obtención de adultos. La cría de insecto en el laboratorio no siempre es una tarea fácil; es preciso evitar ataques de otros insectos y de hongos, además de enfrentar muchas otras dificultades. Los insectos que se van a criar, pueden mantenerse en recipientes de vidrio (frascos, peceras, etc.), plástico o de madera, cubiertos con tul, tela de alambre o de nylon. Así mismo, las trampas de emergencia del tipo caja o macetera, otorgan excelentes resultados. Los recipientes deben prepararse de tal forma que imiten, en lo posible, las condiciones naturales. Deben aireares bien, recibir buena iluminación y tener humedad adecuada. La alimentación debe ser abundante y las heces retiradas para que no estorben o den margen al desarrollo de otros organismos. La experimentación metódica del interesado será más seguro y eficiente para la obtención de resultados satisfactorios.
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Referencias Bibliográficas Dennis, C. J. 1979. Laboratory Manual For Introductory Entomology. WM. C. Brown Company Publishers. Iowa, U.S.A.
Domínguez R., R. 1994. Taxonomía 2 (Neuroptera a Coleoptera), Claves y Diagnosis. Universidad
Autónoma de Chapingo. Parasitología Agrícola.
México.
Equihua M., A.
&
Anaya R., S.
1990. Estados Inmaduros de los Insectos.
Colegio de Postgraduados. México.
Facultad de Ciencias / UNAM. 1985. Manual de recolección y preparación de animales. Universidad Nacional Autónoma de México. México.
Morón, M. A.
y
Terrón, R.
insectos necrófilos de la
1984.
Distribución altitudinal y estacional de los
Sierra Norte de Hidalgo, México. Acta Zoológica
Mexicana (N. S.) No. 3 : 1-47.
Morón, M. A y Terrón, R. 1988. Entomología Práctica. Instituto de Ecología, A.C., Publicación No. 22. México.
Upton, M. S. 1991. Methods for Collecting, Preserving, and Studying Insects
and
allied forms. 4th Edition. The Australian Entomological Society. Brisbane, Australia.
Schauff, M. E. (Editor). Collecting and preserving insect and mites. and
tools.
Sistematic
Entomologic
Laboratory
http://www.sel.barc.usda.gov/selhome/collpres/contents.htm
Techniques USDA. 35
